• Sonuç bulunamadı

4. MONTAJ VE DEMONTAJ DĠZAYNI

4.2. Demontaj(Sökme)-Dfd Dizaynı

Cistatinas recombinantes de cana-de-açúcar foram testadas como inibidores das catepsinas K, S e V recombinantes. Neste ensaio foi utilizado Z- Phe-Arg-MCA. Na Tabela 1 estão apresentados os valores de Ki aparente.

Os resultados mostram que todas as cistatinas utilizadas são potentes inibidores das catepsinas testadas. CaneCPI-2 e CaneCPI-4 foram capazes de inibir Catepsina V na ordem de nM (0,014 e 0,009 nM, respectivamente). Catepsinas S e K foram inibidas por todas as cistatinas na ordem de µM.

Tabela 1: Ação inibitória de cistatinas recombinantes de cana-de-açúcar sobre a atividade catalítica das catepsinas K, S e V sobre o substrato Z- FR-MCA

Cistatina Ki (µµµµM)

Cat K Cat S Cat V

CaneCPI-2 3,52 0,28 0,014

CaneCPI-3 1,06 3,23 1,05

CaneCPI-4 2,90 4,38 0,009

Os ensaios foram feitos a 37oC em tampão acetato de sódio 0,1 M , pH 5.5, usando Z-FR-MCA (10 µM) como substrato. ND= não determinado. Os erros nos valores de Ki foram sempre menores que 5%.

5. DISCUSSÃO

Cistatinas são inibidores naturais, competitivos e reversíveis de cisteíno proteases. A função primária das cistatinas é a de regulação das catepsinas

liberadas pelo lisossomo. Diversas catepsinas são expressa em células tumorais e em células associadas a tumor e mostraram grande contribuição para progressão de câncer (Gocheva e Joyce, 2007). Em células tumorais, catepsinas apresentam-se reguladas positivamente, distribuídas em vesículas endossomais e lisossomais, na membrana celular, sendo secretadas e recicladas de volta para a célula. As catepsinas extracelulares são capazes de degradar proteínas de matriz extracelular tais como laminina (Buck et al., 1992; Ishidoh e Kominami, 1995), colágeno tipo IV (Buck et al., 1992), tenascina C (Mai et al., 2002) e proteínas de adesão celular como E-cadherin (Gocheva et al., 2006), contribuindo para desadesão da célula tumoral e invasão.

Neste trabalho, examinamos o efeito de cistatinas recombinantes de cana-de-açúcar no desenvolvimento de tumor in vivo e na migração de células,

invasão e proliferação in vitro. Verificamos que as canacistatinas CaneCPI-2,

CaneCPI-3 e CaneCPI-4 não foram tóxicas para as células melanoma, nem endotelial, em ensaio in vitro. Ao contrário, a CaneCPI-2 estimulou claramente

a proliferação de células HUVEC. Cistatinas com atividade de proliferação celular já foram descritas anteriormente. A cistatina de clara de ovo de galinha e a cistatina C podem promover síntese de DNA e proliferação de células (Sun, 1989; Távera et al., 1992; Taupin et al., 2000) e cistatina C de rato parece

cooperar com o fator de crescimento de fibroblasto básico (bFGF/FGF-2), mostrando atividade mitogênica (Taupin et al., 2000). Muitos autores têm

indicado uma relação aumentada de catepsina em relação às cistatinas em diferentes tumores comparado a tecidos normais (revisado por Cox, 2009).

No presente trabalho, mostramos que a CaneCPI-4 inibiu o brotamento de células endoteliais in vitro cultivadas sobre Matrigel de forma dose

dependente, enquanto que a CaneCPI-2 estimulou a formação de estruturas pró-angiogênicas. Já CaneCPI-3 não parece modular a angiogênese in vitro. O

efeito estimulante da CaneCPI-2 pode envolver a atividade de proliferação dessa cistatina, como descrito acima.

Células endoteliais formam rapidamente estruturas similares a capilares

in vitro quando cultivadas sobre uma matriz extracelular de membrana basal,

como o Matrigel O processo de diferenciação envolve vários passos na formação de vasos sanguíneos, incluindo fusão de célula, migração, alinhamento, secreção de proteases e formação tubular (Arnaoutova et al.,

2009). Para verificar a habilidade das cistatinas da cana-de-açúcar de modular a migração de células endoteliais, usamos o método de wound healing.

CaneCPI-4 (1 µM) impediu completamente a migração de HUVEC, enquanto células incubadas com CaneCPI-2 (1 µM) não mostraram nenhuma diferença significativa quando comparadas às células não tratadas. O efeito da CaneCPI- 4 (1 µM) na migração de células endoteliais foi significativamente mais evidente do que na migração de células de melanoma.

A terapia anti-angiogênica representa uma reconhecida estratégia para o tratamento de câncer (Eichhorn et al., 2007). Para investigar o efeito das

cistatinas da cana-de-açúcar no desenvolvimento tumoral angiogênese- dependente in vivo, células B16F10-Nex2 foram inoculadas subcutaneamente

CaneCPI-2, CaneCPI-3 e CaneCPI-4. A única cistatina capaz de prolongar a sobrevida do camundongo desafiado com células tumorais foi a CaneCPI-4. A CaneCPI-2, como esperado, reduziu significativamente a sobrevida do animal, provavelmente induzindo angiogênese local e aumentando a proliferação de células de melanoma, como observado na análise in vitro. CaneCPI-3, por sua

vez, demonstrou-se inativa neste sistema.

É bem estabelecido que células tumorais são notavelmente heterogêneas. Freitas et al (1994) mostraram que diferentes clones da

linhagem de melanoma B16F10-Nex2 tinham habilidades opostas para colonizar os pulmões de camundongos singênicos e alogênicos desafiados intravenosamente. Estes dois clones mostraram diferentes agressividades quando injetadas subcutaneamente, embora os clones tenham crescido igualmente bem in vitro. Numa população de células tumorais, o fenótipo

metastático é desempenhado por um pequeno número de células tumorais capazes de sobreviver na circulação sanguínea e ficar retidas nas camadas capilares aderindo às células endoteliais e/ou à membrana subendotelial que pode estar exposta (Fidler, 2003). Extravasamento da corrente sanguínea pode envolver mecanismos similares àqueles usados durante invasão.

CaneCPI-2 e CaneCPI-4 foram utilizadas para tratar animais inoculados intravenosamente com células de melanoma B16F10-Nex2, protocolo que mimetiza o processo metastático. Os nossos resultados mostram que ambas as cistatinas inibiram a formação de nódulos pulmonares. Enquanto as catepsinas B e L podem estar envolvidas nos primeiros passos do processo metastático parece que elas desenvolvem um papel pequeno no espalhamento hematogênico de células tumorais (Leto et al., 1994). É possível então que

ambas as cistatinas da cana-de-açúcar, considerando o protocolo de administração utilizado, possam atuar em cisteíno proteases para a implantação e desenvolvimento inicial do tumor metastático.

Proteases têm como alvo de uma grande variedade de substratos os quais inibem ou estimulam a progressão de câncer, tais como fatores de crescimento, receptores de morte celular, cistatina-C, galectina, pró-colágeno, e outras proteases (Flores-Reséndiz et al., 2009). Além disso, proteases

podem clivar moléculas de adesão celular, tal como E-cadherina epitelial, levando a desorganização de junções célula-célula (Masterson e O’Dea, 2007; Gocheva e Joyce, 2007). Estes diferentes mecanismos de invasão modulados por proteases não são mutuamente exclusivos, pois eles agem em conjunto para promover espalhamento de células de câncer (Joyce e Pollard, 2009). A inibição farmacológica ou a remoção genética destas proteases promove uma redução de invasão de células tumorais (Gocheva et al., 2006, Egeblad e

Werb, 2002; Joyce et al., 2004).

Os nossos resultados mostraram que a CaneCPI-2 e a CaneCPI-4 reduziram a metástase pulmonar, agindo como inibidores naturais de cisteíno- protease, e também inibiram a invasão de células tumorais in vitro em Matrigel.

O aparente efeito contraditório da CaneCPI-2, estimulando o crescimento tumoral no modelo subcutâneo e inibindo colonização pulmonar de melanoma no modelo metastático, pode ser entendido comparando a população inicial e a metastática de células tumorais em relação à expressão de cisteíno proteases. Além disso, células tumorais apresentaram aumento de proliferação quando injetadas diretamente no subcutâneo do animal na presença da CaneCPI-2, provavelmente devido à estimulação do processo

angiogênico no local da injeção. Neste caso, a função não-proteolítica da CaneCPI-2 pode contribuir para proliferação celular. Por outro lado, no modelo de colonização pulmonar, o efeito inibidor contra cisteíno proteases, enzimas fundamentais para invasão celular, promoveu a redução dos nódulos pulmonares.

Gianotti et al. (2006) demonstraram que CaneCPI-2, CaneCPI-3, e

CaneCPI-4 possuem diferentes potenciais de inibição quando agindo nas catepsinas recombinantes humanas B e L. Porém, enquanto a CaneCPI-2 e a CaneCPI-3 mostraram uma fraca inibição sobre a catepsina B, com valores de

Ki de 0,47 e 2.44 µM, respectivamente, a CaneCPI-4 inibiu efetivamente a

atividade da enzima, com um Ki muito baixo de 0.83 nM (Gianotti et al., 2006).

No presente trabalho testamos o efeito inibitório das três canacistatinas (CaneCPI-2, CaneCPI-3, e CaneCPI-4) sobre a atividade catalítica das catepsinas K, S e V. Encontramos valores de Ki na ordem de nM para todas as

catepsinas testadas mostrando o forte efeito inibitório destas cistatinas

Os nossos resultados mostram que as cistatinas da cana-de-açúcar são potencias alvos terapêuticos no combate ao câncer. A continuidade do estudo deverá mostrar o papel destas cistatinas na invasão de células cancerígenas concentrando-se nas suas especificidades, nas células tumorais e no microambiente.

6. CONCLUSÕES

Neste estudo, demonstramos a potente atividade inibitória da CaneCPI-4 contra células de melanoma in vitro e in vivo. Novas estratégias de terapia com

foco nos inibidores cisteíno protease são promissoras, com a possível aplicação desta fitocistatina em estratégias anticâncer.

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Abe K, Emori Y, Kondo H, Susuki K, Arai S (1987) Molecular cloning of a cysteine proteinase inhibitor of rice (Oryzacystatin). J. Biol. Chem. 262:

16793-16797.

Abe M, Abe K, Kuroda M, Arai S (1992) Corn kernel cysteine proteinase inhibitor as a novel cystatin superfamily member of plant origin. Eur. J. Biochem. 209: 933-937.

Abrahamson M (1993) Cystatins – Protein inhibitors of papain-like cysteine proteinases. J. Braz. Assoc. Adv. Sci. 45: 299-304.

Arai S, Matsumoto I, Emori Y, Abe K (2002) Plant seed cystatins and their target enzymes of endogenous and exogenous origin. J. Agric. Food Chem.

50: 6612-6617.

Arbeit J, Munger K, Howley P, Hanahan D (1994) Progressive squamous epithelial neoplasia in K14-HPV16 transgenic mice. J. Virol. 68, 4358-4368.

Arbeit JM (1996) Transgenic models of epidermal neoplasia and multistage carcinogenesis. Cancer Surv. 26, 7-34.

Arnaoutova I, George J, Kleinman HK, Benton G (2009) The endothelial cell tube formation assay on basement membrane turns 20: state of the science and the art. Angiogenesis 12: 267-274.

Baker CV, Bronner-Fraser M, Le Douarin NM, Teillet MA (1997) Early-and late- migrating cranial neural crest cell populations have equivalent developmental potential in vivo. Development. 124: 3077–3087.

Barrett AJ (1987) The cystatins: a new class of peptidase inhibitors. TIBS 12:

Barrett AJ (1994) Classification of peptidases. Methods Enzymol. 244: 1-15.

Barrett AJ, Kembhavi AA, Brown MA, Kirschke H, Knight CG, Tamai M, Hanada K (1982) L-trans-epoxysuccinyl-leucylamido(4-guanidino) butane (E-64) and its analogues as inhibitors of cysteine proteinases including cathepsins B, H and L. Biochem J. 201: 189-198.

Barrett AJ, McDonald JK (1980) Mammalian Peptidases. New York: Academic Press.

Barrett AJ, McDonald JK (1986) Nomenclature: protease, proteinase and peptidase. Biochem J. 237: 935.

Barrett AJ, Rawlings ND, Davies ME, Machleidt W, Salvesen G, Turk V (1986) Cysteine proteinase inhibitors of the cystatin superfamily. in: Barrett AJ, Salvesen G (Eds.) Proteinase Inhibitors. Elsevier, Amsterdam, The Netherlands, pp. 519-569.

Bart G, Frame MJ, Carter R, Coombs GH, Mottram JC (1997) Cathepsin B-like cysteine proteinase-deficient mutants of Leishmania mexicana. Mol. Biochem. Parasitol. 88: 53-61.

Benchabane M, Schlüter U, Vorster J, Goulet M, Michaud D (2010) Plant cystatins. Biochimie 92:1657-1666.

Bergers G, Benjamin LE (2003) Tumorigenesis and the angiogenic switch. Nat. Rev. Cancer 3: 401-410.

Bown DP, Wilkinson HS, Jongsma MA, Gatehouse JA (2004) Characterization of cysteine proteinases responsible for digestive proteolysis in guts of larval western corn rootworm (Diabrotica virgifera) by expression in the yeast Pichia pastoris. Insect Biochem. Mol. Biol. 34: 305-320.

Brömme D, Li Z, Barnes M, Mehler E (1999) Human cathepsin V functional expression, tissue distribution, electrostatic surface potential, enzymatic characterization, and chromosomal localization. Biochemistry. 38: 2377-

2385.

Brown WM, Dziegielewska KM (1997) Friends and relations of the cystatin superfamily - new members and their evolution. Protein Sci. 6: 5-12.

Buck MR, Karustis DG, Day NA, Honn KV, Sloane BF (1992) Degradation of extracellular-matrix proteins by human cathepsin B from normal and tumour tissues. Biochem J. 282: 273-278.

Claus V, Jahraus A, Tjelle T, Berg T, Kirschke H, Faulstich H, Griffiths GJ (1998) Lysosomal enzyme trafficking between phagosomes, endosomes, and lysosomes in J774 macrophages. Enrichment of cathepsin H in early endosomes. Biol. Chem. 273: 9842-9851.

Colella R, Casey SF (2003) Decreased activity of cathepsins L + B and decreased invasive ability of PC3 prostate cancer cells. Biotech. Histochem.

78: 101-108.

Colorado PC, Torre A, Kamphaus G, Maeshima Y, Hopfer H, Takahashi K, Volk R, Zamborsky ED, Herman S, Sarkar PK, Ericksen MB, Dhanabal M, Simons M, Post M, Kufe DW, Weichselbaum RR, Sukhatme VP, Kalluri R (2000) Anti-angiogenic cues from vascular basement membrane collagen.

Cancer Res. 60: 2520-2526.

Corticchiato O, Cajot JF, Abrahamson M, Chan SJ, Keppler D, Sordat B (1992) Cystatin C and cathepsin B in human colon carcinoma: expression by cell lines and matrix degradation. Int. J. Cancer 52: 645–652.

properties of murine squamous carcinoma cells by heterologous expression of cathepsin B and cystatin C. Int. J. Cancer 83: 526–531.

Cox JL (2009) Cystatins and cancer. Front Biosci 14: 463-474.

Dhanabal M, Ramchandran R, Waterman MJ, Lu H, Knebelmann B, Segal M, Sukhatme VP (1999) Endostatin induces endothelial cell apoptosis. J. Biol. Chem. 274: 11721-11726.

Dohchin A, Suzuki JI, Seki H, Masutani M, Shiroto H, Kawakami Y (2000) Immunostained cathepsins B e L correlate with depth of invasion and different metastatic pathways in early stage gastric carcinoma. Cancer 89:

482-487.

Egeblad M, Werb Z (2002) New functions for the matrix metalloproteinases in cancer progression. Nat. Rev. Cancer 2: 161–174.

Eichhorn ME, Kleespies A, Angele MK, Jauch KW, Bruns CJ (2007) Angiogenesis in cancer: molecular mechanisms, clinical impact.

Langenbecks Arch. Surg. 392: 371-379.

Felbor U, Dreier L, Bryant RA, Ploegh HL, Olsen BR, Mothes W (2000) Secreted cathepsin L generates endostatin from collagen XVIII. EMBO J.

19: 1187-1194.

Ferreras M, Felbor U, Lenhard T, Olsen BR, Delaissé J (2000) Generation and degradation of human endostatin proteins by various proteinases. FEBS Lett. 486: 247-251.

Fidler IJ (2003) The pathogenesis of cancer metastasis: the 'seed and soil' hypothesis revisited. Nat. Rev. Cancer 3: 453-458.

Folkman J (1995) Angiogenesis in cancer, vascular, rheumatoid and other disease. Nat. Med. 1: 27–31.

Freitas ZF, Rodrigues EG, Oliveira V, Carmona AK, Travassos LR (2004) Melanoma heterogeneity: differential, invasive, metastatic properties and profiles of cathepsin B, D and L activities in subclones of the B16F10-NEX2 cell line. Melanoma Res. 14: 333-344.

Frosch BA, Berquin I, Emmert-Buck MR, Moin K, Sloane BF (1999) Molecular regulation, membrane association and secretion of tumor cathepsin B.

APMIS 107: 28-37.

Gelb BD, Edelson JG, Desnick RJ (1995) Linkage of pycnodysostosis to chromosome 1q21 by homozygosity mapping. Nat. Genet. 10: 235-257.

Gianotti A, Rios WM, Soares-Costa A, Nogaroto V, Carmona AK, Oliva ML, Andrade SS, Henrique-Silva F (2006) Recombinant expression, purification, and functional analysis of two novel cystatins from sugarcane (Saccharum officinarum). Protein Expr. Purif. 47: 483-439.

Gianotti A, Sommer CA, Carmona AK, Henrique-Silva F (2008) Inhibitory effect of the sugarcane cystatin CaneCPI-4 on cathepsins B and L and human breast cancer cell invasion. Biol Chem. 389: 447-453.

Gocheva V, Joyce JA (2007) Cysteine cathepsins and the cutting edge of cancer invasion. Cell Cycle 6: 60-64.

Gocheva V, Zeng W, Ke D, Klimstra D, Reinheckel T, Peters C, Hanahan D, Joyce JA (2006) Distinct roles for cysteine cathepsin genes in multistage tumorigenesis. Genes Dev. 20: 543-556.

Good DJ, Polverini PJ, Rastinejad F, Le Beau MM, Lemons RS, Frazier WA, Bouck NP (1990) A tumor suppressor-dependent inhibitor of angiogenesis is immunologically and functionally indistinguishable from a fragment of thrombospondin. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 8: 6624–6628.

Grzonka Z, Jankowska E, Kasprzykowski F, Kasprzykowska R, Lankiewicz L, Wiczk W, Wieczerzak E, Ciarkowski J, Drabik P, Janowski R, Kozak M, Jaskólski M, Grubb A (2001) Structural studies of cysteine proteases and their inhibitors. Acta Biochim. Pol. 48: 1–20.

Guidi AJ, Abu-Jawdeh G, Berse B, Jackman RW, Tognazzi K, Dvorak HF, Brown LF (1995) Vascular permeability factor (vascular endothelial growth factor) expression and angiogenesis in cervical neoplasia. J. Natl. Cancer Inst. 87: 1237-1245.

Hanahan D, Folkman J (1996) Patterns and emerging mechanisms of the angiogenic switch during tumorigenesis. Cell 86: 353-364.

Hanahan D, Weinberg RA (2000) The hallmarks of cancer. Cell 100: 57-70.

Heidtmann HH, Salge U, Havemann K, Kirschke H, Wiederanders B (1993) Secretion of a latent, acid activatable cathepsin L precursor by human non – small cell lung cancer cell lines. Oncology Res. 5: 441-451.

Henson H, Frohne M (1976) Crystalline leucine aminopeptidase from lens (alpha- aminoacyl-peptide hydrolase; EC 3.4.11.1). Methods Enzymol. 45:

504–520.

Heu MS, Kim HR, Cho DM, Godber JS, Pyeun JH (1997) Purification and characterization of cathepsin L-like enzyme from the muscle of anchovy,

Engraulis japonica. Comp. Biochem. Physiol. B. Biochem. Mol. Biol. 118:

Hines ME, Osuala CI, Nielsen SS (1991) Isolation and partial characterization of a soybean cystatin cysteine proteinase inhibitor of Coleopteran digestive proteolyitic activity. J. Agric. Food Chem. 39: 1515-1520.

Hu YL, Tee MK, Goetzl EJ, Auersperg N, Mills GB, Ferrara N, Jaffe RB (2001) Lysophosphatidic acid induction of vascular endothelial growth factor expression in human ovarian cancer cells. J. Natl. Cancer Inst. 93: 762-768.

Im E, Venkatakrishnan A, Kazlauskas A (2005) Cathepsin B regulates the intrinsic angiogenic threshold of endothelial cells. Mol. Biol. Cell 16: 3488–

3500.

Ishidoh K, Kominami E (1995) Procathepsin L degrades extracellular matrix proteins in the presence of glycosaminoglycans in vitro. Biochem. Biophys. Res. Commun. 217: 624-631.

Ishidoh K, Kominami E (1998) Gene regulation and extracellular functions of procathepsin L. Biol. Chem. 379: 131-135.

Joshi BN, Sainani MN, Bastawade KB, Gupta VS, Ranjekar PK (1998) Cysteine protease inhibitor from pearl millet: a new class of antifungal protein.

Biochem. Biophys. Res. Comm. 246: 382-387.

Joyce JA, Baruch A, Chehade K, Meyer-Morse N, Giraudo E, Tsai FY, Greenbaum DC, Hager JH, Bogyo M, Hanahan D (2004) Cathepsin cysteine proteases are effectors of invasive growth and angiogenesis during multistage tumorigenesis. Cancer Cell 5: 443–453.

Joyce JA, Pollard JW (2009) Microenvironmental regulation of metastasis. Nat. Rev. Cancer 9: 239-252.

Krepela E (2001) Cysteine proteinases in tumor cell growth and apoptosis.

Neoplasma 48: 332-349.

Koblinski JE, Ahram M, Sloane BF (2000) Unraveling the role of proteases in cancer. Clin. Chim. Acta 291: 113–135.

Kolkhorst V, Sturzebecher J, Wiederanders B (1998) Inhibition of tumor cell invasion by protease inhibitors: correlation with the protease profile. J. Cancer Res. Clin. Oncol. 124: 598-606.

Kondo H, Abe K, Nishimura I, Watanabe H, Emori Y, Arai S (1990) Two distinct species in rice seeds with different specificities against cysteine proteinases.

J. Biol. Chem. 265: 15832-15837.

Konduri SD, Yanamandra N, Siddique K, Joseph A, Dinh DH, Olivero WC, Gujrati M, Kouraklis G, Swaroop A, Kyritsis AP, Rao JS (2002) Modulation of cystatin C expression impairs the invasive and tumorigenic potential of human glioblastoma cells. Oncogene 21: 8705–8712.

Krasko A, Gamulin V, Seack J, Steffen R, Schroder HC (1997) Cathepsin, a major protease of the marine sponge Geodia cydonium: purification of the

enzyme and molecular cloning of cDNA. Mol. Mar. Biol. Biotechnol. 6: 296–

307.

Kruszewski WJ, Rzepko R, Wojtacki J, Skokowski J, Kopacz A, Jaskiewicz K, Drucis K (2004) Overexpression of cathepsin B correlates with angiogenesis in colon adenocarcinoma. Neoplasma 51: 38-43.

Kuroda M, Kiyosaki T, Matsumoto I, Misaka T, Arai S, Abe K (2001) Molecular cloning, characterization, and expression of wheat cystatins. Biosci. Biotech. Biochem. 65: 22-28.

Leatherbarrow RJ (2007). Grafit Version 6.0.12, Erithacus Software, Horley UK

Leto G, Pizzolanti G, Tumminello FM, Gebbia N (1994) Effects of E-64 (cysteine proteinase inhibitor) and pepstatin (aspartyl-proteinase inhibitor) on metastasis formation in mice with mammary and ovarian tumors. In vivo 8:

231-236.

Leung-Toung R, LI W, Tam TF, Karimian K (2002) Thiol-dependent enzymes and their inhibitors: a review. Curr. Med. Chem. 9: 979-1002.

Linebaugh BE, Sameni M, Day NA, Sloane BF, Keppler D (1999) Exocytosis of active cathepsin B – enzyme activity at pH7.0 inhibition and molecular mass.

Eur. J. Biochem. 264: 100-109.

Linnevers CJ, Smeekens SP, Bromme D (1997) Human cathepsin W, a putative cysteine protease predominantly expressed in CD8+ T-lymphocytes. FEBS Lett. 405: 253-259.

Ma DH, Yao JY, Kuo MT, See LC, Lin KY, Chen SC, Chen JK, Chao AS, Wang SF, Lin KK (2007) Generation of endostatin by matrix metalloproteinase and cathepsin from human limbocorneal epithelial cells cultivated on amniotic membrane. IOVS. 48: 644-651.

Maeshima Y, Manfredi M, Reimer C, Holthaus KA, Hopfer H, Chandamuri BR, Kharbanda S, Kalluri R (2001) Identification of the anti-angiogenic site within vascular basement membrane-derived tumstatin. J. Biol. Chem. 276: 15240-

15248.

Mai J, Finley Jr RL, Waisman DM, Sloane BF (2000) Human procathepsin B interacts with the annexin II tetramer on the surface of tumor cells. J. Biol. Chem. 275: 12806–12812.

Mai J, Sameni M, Mikkelsen T, Sloane BF (2002) Degradation of extracellular matrix protein tenascin-C by cathepsin B: an interaction involved in the progression of gliomas. Biol. Chem. 383: 1407-1413.

Margis R, Reis EM, Villeret V (1998) Structural and Phylogenetic relationships among plant and animal cystatins. Arch. Biochem. Biophys. 359: 24–30.

Martinez M, Abraham Z, Gambardella M, Echaide M, Carbonero P, Diaz I (2005) The strawberry gene Cyf1 encodes a phytocystatin with antifungal properties. J. Exp. Botany 56: 1821-1829.

Masterson J, O’Dea S (2007) Posttranslational truncation of E-cadherin and significance for tumour progression. Cells Tissues Organs 185: 175–179

Matsumura Y, Maruo K, Kimura M, Yamamoto T, Konno T, Maeda H (1991) Kinin generating cascade in advanced cancer patients and in vitro study.

Jpn. J. Cancer Res. 82: 732-741.

Maxwell PH (2004) HIF-1’s relationship to oxygen: simple yet sophisticated. Cell Cycle 3: 156–159.

Mohamed MM, Sloane BF (2006) Cysteine cathepsins: multifunctional enzymes in cancer. Nat. Rev. Cancer 6: 764-75.

Mook OR, Frederiks WM, Van Noorden CJ (2004) The role of gelatinases in colorectal cancer progression and metastasis. Biochim. Biophys. Acta 1705:

69-89.

Mort JS, Recklies AD, Poole AR (1985) Release of cathepsin B precursors from human and murine tumours. Prog. Clin. Biol. Res. 180: 243–245.

Nishikawa H, Ozaki Y, Nakanishi T, Blomgren K, Tada T, Arakawa A, Suzumori K (2004) The role of cathepsin B and cystatin C in the mechanisms of invasion by ovarian cancer. Gynecol. Oncol. 92: 881-886.

Ohtsubo S, Kobayashi H, Noro W, Taniguchi M, Saitoh E (2005) Molecular cloning and characterization of oryzacystatin-III, a novel member of phytocystatin in rice (Oryza sativa L. japonica). J. Agric. Food Chem. 53:

5218-5224.

Oliva ML, Carmona AK, Andrade SS, Cotrin SS, Soares-Costa A, Henrique- Silva F (2004) Inhibitory selectivity of canecystatin: a recombinant cysteine protease inhibitor from sugarcane. Biochem. Biophys. Res. Commun. 320:

1082-1086.

Oliveira AS, Xavier-Filho J, Sales MP (2003) Cysteine proteinases and cystatins. Braz. Arch. Biol. Techn. 46: 91-104.

O’Reilly MS, Holmgren L, Shing Y, Chen C, Rosenthal RA, Moses M, Lane WS, Cao Y, Sage EH, Folkman J (1994) Angiostatin: a novel angiogenesis inhibitor that mediates the suppression of metastases by a Lewis lung carcinoma. Cell 79: 315–328.

Papetti M, Herman IM (2002) Mechanisms of normal and tumor-derived angiogenesis. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 282: C497-C970.

Pasco S, Ramont L, Venteo L, Pluot M, Maquart FX, Monboisse JC (2004) In vivo overexpression of tumstatin domains by tumor cells inhibits their invasive properties in a mouse melanoma model. Exp. Cell Res. 301: 251-

265.

Pepper MS (2001) Extracellular proteolysis and angiogenesis. Thromb. Haemost. 86: 346-355.

Puzer, L.; Barros, NMT.; Paschoalin, T., Hirata, IY.; Tanaka, AS.; Oliveira, MC.; Brömme, D.; Carmona, AK. (2008) Cathepsin V releases angiostatin-like fragments from plasminogen. Biol Chem.389: 195-200.

Benzer Belgeler