Sarıyer Lozan Mübadilleri Derneği Röportaj

O procedimento para a otimização da análise da aRN nos tecidos foliares consistiu de vários ensaios consecutivos, com modificação de apenas um fator a cada ensaio, tomando sempre, para os próximos ensaios, o maior valor de aRN observado no resultado do ensaio anterior (conforme sequência apresentada na Tabela 1). Contudo, a conclusão foi baseada nos pontos de máxima aRN obtidos por cálculo de derivação ou comparação estatística das médias. Os resultados obtidos comprovaram a necessidade de realização de uma padronização prévia do método in vivo para plantas de cana-de-açúcar. Na Tabela 1 estão apresentados os resumos das análises de variância dos dados numéricos gerados em cada ensaio.

Tabela 1 Resumo das análises de variância dos ensaios realizados para a padronização do método para determinação da aRN

Ensaios _Tratamentos GL _Resíduos GL F calculado CV (%)

Curva padrão do nitrito 10 22 8257*** 1,22

Tecido foliar 4 15 14,487*** 8,17 Tecido (Absorbância) 4 15 49,945*** 7,24 Tempo de incubação 7 16 8,371*** 9,08 Tempo (Absorbância) 7 16 132,583*** 8,48 Tipo de solvente 5 18 1,645ns _11,83 Concentração de n-propanol 6 14 28,609*** 6,27 Tipo de detergente 3 16 0,393ns 10,85 Concentração de Tween 20 7 16 2,58ns _5,92 Concentração de KNO3 9 20 74,027*** 7,91 pH do tampão 7 16 14,235*** 6,21 Concentração do tampão 10 22 2,89* 11,79 Submissão ao vácuo 5 14 1,986ns 5,83 Temperatura da incubação 5 18 105,546*** 10,44 Tipo de folha 6 14 14,366*** 6,67 Parte da folha 2 18 8,684** 10,47

Horário de coleta (Folha 0) 12 26 11,478*** 10,21

Horário de coleta (Folha +1) 12 26 9,748*** 11,43

Vácuo e/ou solvente 5 18 3,066* 7,76

Ciclo da cana (Folha 0) 10 33 276,816*** 5,57

Ciclo da cana (Folha +1) 10 33 169,310*** 6,59

Ciclo da cana (Altura) 10 33 597,107*** 6,68

Lavagem das folhas 6 21 2,642* 7,40

GL = grau de liberdade; CV (%) = coeficiente de variação; ns _{= não significativo; ***,}

**, * = significativo aos níveis de 0,1; 1 e 5 % de probabilidade, respectivamente Curva padrão de nitrito

No ensaio para determinação da curva padrão de nitrito, observou-se aumento linear nos valores de absorbância a 540 nm à medida que aumentou a concentração de nitrito nas soluções testadas (Figura 7). O coeficiente de correlação observado foi máximo (R2 = 1), o que significa que os dados obtidos foram

representados perfeitamente pelo modelo linear. Assim, é alta a confiabilidade no uso da equação gerada, para estimar a aRN nas amostras foliares.

Figura 7. Curva padrão do nitrito. Valores de absorbância obtidos após 20 min de reação de 0,5 mL de NaNO2, em crescentes concentrações, com 0,5 mL

de solução composta por sulfanilamida 10 g dm-3 em HCl 3 mol dm-3 e 0,5 mL de dicloridrato N-(1-naftil)-etilenodiamina 0,2 g dm-3 diluídos em água deionizada até o volume de 4 mL. *** = significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Massa do tecido vegetal fresco

As leituras colorimétricas determinadas em espectrofotômetro aumentaram em função do aumento do tamanho da amostra de discos foliares. O contrário disso foi observado após a estimativa da aRN (Figura 8).

Escolheu-se a quantidade de 500 mg de tecido foliar, o que corresponde a 25 discos foliares com 1 cm de diâmetro cada. O corte das folhas em discos foliares eliminou a necessidade do uso de balança analítica, o que possibilitou a agilidade da análise, pois, segundo Villalobos e Carvajal (1978) que já haviam estudado este aspecto, não existe diferença estatística entre se proceder a pesagem ou a medida da área foliar (número de discos). A escolha de 500 mg foi baseada na melhor leitura colorimétrica, respeitando-se os limites de confiabilidade do espectrofotômetro (leituras de 0,2 a 0,8).

Figura 8. Atividade da RN e absorbância em função da quantidade de tecido vegetal. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h, incubados por 60 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 _{pH 7,4; 2,5 mL de KNO}

3 60 mmol dm-3; 2,5 mL de n-

butanol 1% (v/v); 1,0 mL de Triton X-100 0,1% (v/v) e 1,5 mL de H2O

deionizada. Amostras submetidas três vezes ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de quatro repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Tempo de incubação

O prolongamento do tempo de incubação das amostras também causou o aumento dos valores de absorbância (Figura 9). A aRN decresceu até um ponto mínimo aos 75 min, mas foi somente a partir dos 90 min que as leituras colorimétricas se adequaram a faixa confiável do aparelho. Vilallobos e Carvajal (1978) ensaiaram suas amostras por apenas 30 min, porém, recompensaram utilizando 1 g de matéria vegetal, o que possibilitou a verificação de leituras colorimétricas adequadas. Por outro lado, Oliveira e Magalhães (1989), utilizando 500 mg de material vegetal, estabeleceram como apropriado um tempo de 60 min. No presente trabalho, optou-se por incubar as amostras por 90 min em função da não observação de leituras colorimétricas acima de 0,2, entretanto, também seria adequado incubar por 60 minutos, caso fosse aumentado o número de discos foliares.

Figura 9. Atividade da RN e absorbância em função do tempo de incubação das amostras. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 _{pH 7,4; 2,5 mL de}

KNO3 60 mmol dm-3; 2,5 mL de n-butanol 1% (v/v); 1,0 mL de Triton X-100

0,1% (v/v) e 1,5 mL de H2O deionizada. Amostras submetidas três vezes

ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de três repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade; * - significativo a 5% de probabilidade

Tipos e concentrações de solventes e detergentes

Não se constatou diferença significativa entre os solventes testados (Figura 10). Embora os solventes testados não tenham diferido estatisticamente, optou-se por montar um ensaio para testar diferentes concentrações de um dos solventes (Figura 11), onde o solvente escolhido foi o n-Propanol, pois é o mais utilizado neste tipo de análise e inclusive foi este o solvente empregado no estudo de Oliveira e Magalhães (1989). O resultado sugeriu que, a aplicação do solvente interferiu de forma negativa na análise, pois a medida que aumentou-se a concentração de n- Propanol no meio de incubação, a aRN diminuiu (Figura 11).

De modo geral, ao proceder a análise, é necessária a imersão completa dos tecidos foliares no meio reacional conforme preconizado por Jaworski (1971), e devido a presença de gases nos espaços intercelulares o tecido tende a flutuar. Cortar o limbo foliar no formato de discos, ao invés de segmentos e submeter as amostras a vácuo, são estratégias para facilitar a submersão. Além disso, a tensão

superficial do meio líquido e a barreira imposta pela membrana celular reduzem o contato da solução com o interior do citoplasma. Então foi esperado que, com a incubação dos tecidos de cana-de-açúcar em meio contendo algum tipo de solvente ou detergente, a aRN seria mais elevada que o controle porém isso não aconteceu. Contrariando as expectativas, houve menor redução de nitrato nos tecidos analisados com meio contendo solvente (Figura 11). Uma explicação para isso poderia ser o fato de que alguns solventes orgânicos podem desorganizar a configuração de proteínas (JAMUR; OLIVER, 2010). Com isso, não se utilizou solvente nos ensaios posteriores.

Figura 10. Atividade da RN em função do tipo de solvente no meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 pH 7,4; 2,5 mL de KNO3 60 mmol dm-3; 2,5 mL de diferentes tipos de solvente a 1% (v/v);

1,0 mL de Triton X-100 0,1% (v/v) e 1,5 mL de H2O deionizada, submetida

três vezes ao vácuo por 1 min. Cada barra corresponde a média de quatro repetições. Barras seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade

Figura 11. Atividade da RN em função da concentração do solvente n-Propanol adicionado ao meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 pH 7,4; 2,5 mL de KNO3 60 mmol dm-3; 2,5 mL de n-

propanol; 1,0 mL de Triton X-100 0,1% (v/v) e 1,5 mL de H2O deionizada,

submetida três vezes ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de três repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Não foi observada diferença estatística entre os tipos de detergentes ensaiados (Figura 12). A função de detergentes, assim como solventes orgânicos é promover a permeabilidade das membranas celulares (JAMUR; OLIVER, 2010), além disso, diminuir a tensão superficial do líquido (CAZETTA; VILLELA, 2004). Contudo, os resultados dos ensaios mostraram que a utilização dessas substâncias não se faz necessária para análise de tecidos foliares de cana-de-açúcar (Figuras 10 e 12).

No método original (JAWORSKI, 1971) e na maioria dos trabalhos de adaptação do método, para diversas espécies botânicas, que variaram concentrações e tipos de solventes (SCHEURWATER et al., 2002; CHANDA, 2003; CAZETTA; VILLELA, 2004), notou-se, de forma geral, certa dependência da aplicação de solventes no meio de incubação. Em contrapartida, outros autores não relatam o uso de solventes em suas análises (AHMAD et al., 2010; BOBADE; KHYADE, 2012).

Apesar de não se fazer necessária a utilização de detergente no meio de incubação, optou-se, pelo uso do detergente Tween 20, pois adicionalmente ao efeito permeabilizador de membrana, o detergente diminui a tensão superficial do meio de incubação (CAZETTA; VILLELA, 2004). A concentração de Tween 20 que proporcionou a maior aRN foi a de 0,6% (v/v) (Figura 13).

Figura 12. Atividade da RN em função do tipo de detergente adicionado ao meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 pH 7,4; 2,5 mL de KNO3 60 mmol dm-3; 1,0 mL de detergente a 0,1% (v/v) e 4 mL de H2O

deionizada, submetida três vezes ao vácuo por 1 min. Cada barra corresponde a média de cinco repetições. Barras seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade

Figura 13. Atividade da RN em função da concentração do detergente Tween 20 adicionado ao meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 pH 7,4; 2,5 mL de KNO3 60 mmol dm-3; 1,0 mL de Tween

20 e 4 mL de H2O deionizada, submetida três vezes ao vácuo por 1 min.

Cada ponto corresponde a média de três repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Concentração de KNO3

O resultado do ensaio com diferentes concentrações de nitrato de potássio confirmou a dependência do acréscimo de solução de nitrato no meio de incubação, pois praticamente não se observou aRN no tratamento ausente de KNO3 (Figura 14).

Os dados de aRN obtidos em função da concentração de KNO3 se ajustaram melhor

a uma curva do tipo cinética, conforme a clássica equação de Michaelis Menten (NELSON; COX, 2004) e, aumentaram até a concentração de 180 mmol dm-3_,

depois deste ponto, as estimativas permaneceram estáveis até 540 mmol dm-3_{. O}

último ponto da curva (630 mmol dm-3_{) não se mostrou ser um dado que se}

enquadre no modelo cinético, porém, tratava-se de uma concentração muito alta que caracterizou o prejuízo da aRN por razões biológicas, e foi mantido no conjunto de dados.

A adição de nitrato no meio de incubação é essencial para a verificação da atividade potencial da RN. Contudo, concentrações baixas ou muito altas podem interferir na estimativa. Os resultados mostraram que não houve qualquer aRN nos tecidos analisados sem KNO3, o que sugere a carência de nitrato no citossol e/ou no

(2009) e Silveira e Crocomo (1990) constataram que o nitrato se acumula muito pouco em plantas de cana-de-açúcar, até mesmo quando aplicadas altas doses de N, o que sugere que é prontamente metabolizado ao chegar nas folhas.

Em condições de campo, é possível que existam plantas de cana-de-açúcar que apresentem maior teor de RN que as plantas ensaiadas. Assim, a estimativa da aRN poderia ser sub-estimada ao aplicar menor quantidade de nitrato no meio, por isso é indicado o uso de KNO3 em altas concentrações. A concentração otimizada

no estudo foi de 300 mmol dm-3 de KNO3, pois foi a concentração intermediária do

patamar observado com a saturação da enzima (Figura 14). Oliveira e Magalhães (1989) verificaram que nesta concentração não houve a diminuição da aRN por aumento da concentração salina porém, sugeriram que uma alta força iônica poderia ser desenvolvida no citossol, onde está localizada a RN, o que pode causar uma desestabilização no complexo de subunidades que compõem a molécula da RN, contudo, isto não foi observado no presente estudo, pois somente a partir da concentração de 540 mmol dm-3 _{que se observou a ausência de comportamento}

cinético da aRN (Figura 14), o que pode ser atribuído a razões biológicas.

0,0 0,2 0,4 0,6 0,8 1,0 0 30 60 90 120 150 180 210 240 270 300 330 360 390 420 450 480 510 540 570 600 630 aR N ( µm ol g -1h -1NO 2 -) KNO₃(mmol dm-3₎ ŷ = 0,6864 x _{x / (14,0782 + x); R}2_{= 0,78; F = 32,62***}

a

a

a

a

a

a

a

a

Figura 14. Atividade da RN em função do teor de nitrato no meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mmol dm-3 _{pH 7,4; 2,5 mL de}

KNO3; 1,0 mL de Tween 20 0,4% (v/v) e 4 mL de H2O deionizada,

submetida três vezes ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de três repetições *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Valor de pH, concentração do tampão fosfato e temperatura da incubação

A aRN, em função do pH da solução tampão fosfato, atingiu um ponto máximo com o valor de 7,25 (Figura 15), mas na prática, se manteve estável na faixa de 6,6 a 7,8. A concentração do tampão (pH 7,25) que proporcionou maior aRN foi 285 mmol dm-3 (Figura 16), concentração esta, bem acima da utilizada por Oliveira e Magalhães (1989), (50 mmol dm-3), que na ocasião não fizeram um estudo de otimização para essa variável.

A temperatura na qual as amostras foram incubadas implicou em efeito sobre a estimativa da aRN e atingiu ponto de máxima aRN a 32 °C (Figura 17).

Os resultados observados nos ensaios de pH do tampão fosfato e temperatura do meio de incubação foram semelhantes aos obtidos por Oliveira e Magalhães (1989), que também estudaram plantas de cana-de-açúcar.

Na ocasião, atribuíram os menores valores de atividade observados, com as menores e maiores temperaturas às alterações na permeabilidade das membranas, o que diminuiu a absorção e o transporte de nitrato para os sítios de redução no interior das células, além das alterações conformacionais da molécula da enzima, o que a torna inativa. O efeito do pH também estaria relacionado com permeabilidade de membrana.

A combinação nas proporções adequadas do pH e temperatura é importante, pois influencia na reorganização das moléculas constituintes das enzimas expondo mais sítios ativos para a catálise enzimática (BOBADE; KHYADE, 2012).

Figura 15. Atividade da RN em função do pH do meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 200 mol dm-3_{; 2,5 mL de KNO}

3 90 mmol dm-3; 1,0

mL de Tween 20 0,4% (v/v) e 4 mL de H2O deionizada, submetida três

vezes ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de três repetições *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Figura 16. Atividade da RN em função da concentração de fosfato no meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 ºC no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato com pH 7,0; 2,5 mL de KNO3 90 mmol dm-3; 1,0 mL de Tween 20 0,4% (v/v) e 4 mL de H2O

deionizada, submetida três vezes ao vácuo por 1 min. Cada ponto corresponde a média de três repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Figura 17. Atividade da RN em função da temperatura do meio de incubação. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 300 mmol dm-3; pH 7,0; 2,5 mL de KNO3 90 mmol dm-3;

1,0 mL de Tween 20 0,4% (v/v) e 4 mL de H2O deionizada, submetida uma

vez ao vácuo por 3 min. Cada ponto corresponde a média de quatro repetições. *** - significativo ao nível de 0,1% de probabilidade

Eficiência da submissão das amostras ao vácuo

A alteração das condições de submissão das amostras ao vácuo não causou efeito na aRN (Figura 18), com isso, a análise pode ser realizada sem o uso do vácuo. Porém, ressalta-se que em virtude das diferenças anatômicas que possivelmente existirão entre cultivares de cana-de-açúcar, uma vez que o presente estudo foi realizado com uma cultivar apenas, seria mais seguro proceder as análises com o uso do vácuo, pois a pressão negativa nas amostras tem a função de retirar o ar contido nos tecidos no momento da análise. Portanto, para os próximos ensaios considerou-se adequado a submissão das amostras ao vácuo em pré- incubação. O modo menos laborioso foi a técnica de submissão de uma vez, por 3 min.

Figura 18. Atividade da RN em diferentes formas de aplicação de vácuo. Discos foliares provenientes da folha +1 de cana-de-açúcar, coletados às 10 h. Cada amostra de 500 mg foi incubada por 120 min, a 30 °C no escuro, em 2,5 mL de tampão fosfato 300 mmol dm-3 pH 7,0; 2,5 mL de KNO3 90 mmol

dm-3_{; 1,0 mL de Tween 20 0,4% (v/v) e 4 mL de H}

2O deionizada, submetida

aplicação de vácuo. SV = sem vácuo; V11 = 1 vez por 1 min; V21 = 2 vezes por 1 min; V31 = 3 vezes por 1 min; V41 = 4 vezes por 1 min; V12 = 1 vez por 2 min e V13 = 1 vez por 3 min. Cada coluna corresponde a média de três repetições. Colunas seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade

Tipo de folha e posição de coleta de tecido ao longo da folha

Quanto ao tipo de folha na planta, se observou superioridade estatística dos valores de aRN determinada nas folhas mais jovens (dos tipos 0, +1, +2 e +3) em relação as mais velhas (Figura 19). A posição de coleta de discos ao longo da folha também mostrou influência na aRN, onde, a base apresentou inferioridade estatística comparada às outras partes (Figura 20).

Uma correta amostragem de tecido foliar é essencial para o sucesso de qualquer tipo de análise, com isso, existe a necessidade de se definir o melhor tipo de folha para se proceder a retirada dos discos foliares, além da posição ao longo do limbo foliar. Com base nos resultados (Figuras 19 e 20), o mais indicado seria cortar os discos do ponto médio entre a nervura e borda, da parte mediana (por questões práticas) da folha do tipo +1 (por se tratar da folha recém-madura, ou seja, folha que não é fonte e nem dreno).

Nas condições do presente estudo, a enzima RN apresenta maior atividade nas folhas mais jovens (Figura 19). Em contrapartida, Oliveira e Magalhães (1989), observaram maiores atividades nas folhas mais velhas (+3, +4 e +5), o que pode ter sido devido a algumas diferenças nas condições experimentais, pois o presente trabalho foi desenvolvido a partir da rebrota das plantas (cana-soca), com seis meses de idade, cultivadas em condições de campo, enquanto Oliveira e Magalhães (1989) analisaram cana-planta com três meses de idade, cultivadas em vasos.

A cana-soca é mais responsiva a nitrogênio da solução do solo que a cana- planta (VITTI et al., 2008; JADOSKI et al., 2010). No presente trabalho, as plantas foram analisadas aos 180 dias após o corte, idade esta em que a absorção de nutrientes como o nitrogênio ainda é bastante alta (JADOSKI et al., 2010; SILVEIRA; CROCOMO, 1990) e como estavam no campo, as raízes podem ter absorvido mais nitrato e este, consequentemente ter sido direcionado para os órgãos mais jovens com alta demanda por N. Com isso, maior quantidade de nitrato ficou disponível para a ação da enzima e devido o nitrato ser substrato e indutor da síntese da enzima (CAMPBELL, 1999), a aRN foi maior nas folhas jovens.

Então, pode-se inferir que para as plantas cultivadas em vaso por Oliveira e Magalhães (1989), o N tenha sido mobilizado na forma de N orgânico, não de nitrato (MASCLAUX-DAUBRESSE et al., 2010), com isso, a menor aRN observada nas folhas mais novas. Adicionalmente, com 90 dias de idade, as plantas de cana-de- açúcar não estavam no período de máxima absorção de N, uma vez que o maior acúmulo de N acontece em torno dos 150 dias após o plantio (SILVEIRA; CROCOMO, 1990).

Outra observação foi que, a enzima apresenta maior atividade na ponta e porção mediana da folha em relação à base (Figura 20). A base, por tratar-se de uma região de crescimento, possivelmente terá suas necessidades em nitrogênio supridas prontamente. Porém, até que se complete a síntese de novas RN a nível suficiente para promover uma alta atividade, a redução de nitrato será mínima, pois além de ser o substrato da enzima, a presença de nitrato nas células também induz a síntese da enzima (CAMPBELL, 1999).

Figura 19. Atividade da RN em função do tipo de folha. Discos foliares coletados de diferentes tipos de folha de cana-de-açúcar às 10 h. Cada amostra de 500