KORUNMA VE KONTROL

D. gallinae’nin kontrolünde 35’in üzerinde bileşiğin (klorlu organik bileşikler, organofosfatlar, piretroidler, karbamatlar, amitraz ve endektositler) kullanıldığı bildirilmiştir (4). Bunların birçoğu etkili olsa da bazıları gıda güvenliği ve çevresel nedenlerden dolayı uygun görülmemiştir. Bazıları da teorikte yeterli görülmüş ancak pratikte verimli olamamıştır.

En ideal insektisit kuytu köşelere saklanmış akarlara bile nüfuz edebilmeli ve akarların tavuklardan beslenmek için saklandıkları yerden çıkana kadar mümkün olduğunca uzun bir süre etkinliğini devam ettirebilmelidir. Uygun bir insektisit parazit için seçici olmalı ancak insektisit dirençliliğine neden olmamalıdır.

Sprey ya da toz halinde olan alışılmış böcek ilaçlarının yanında sistemik bileşikler de denenmiştir. Sistemik kontrol yöntemleri de cazip gelmiştir çünkü herhangi bir özel püskürtme ekipmanına ihtiyaç duyulmamakta ve tavukları strese sokmadan uygulanabilmektedir (4). Karbaril ve çeşitli organik fosforlu bileşiğin etkinliği sistematik akarisitlerde test edilmiştir. Çoğu böcek ilacından daha etkili olduğu için makrosiklik lakton endektositleri kırmızı akar kontrolü için potansiyel moleküller olarak kabul edilmiştir. Ivermektin (42, 43) ve moksidektin (44) kas içinden ya da periton içi enjeksiyon ile test edilmiştir. Ivermektin yüksek dozda uygulandığında (1,8-5,4 mg kg-1) kısa süreliğine etkili olmuştur. Meksidektin de benzer şekilde (8mg kg-kg-1) etkili olmuştur. Bunlar etkili dozda uygulandığında kısa sürede tekrarlayan tedavilerden dolayı malzeme ve işçiliğin pahalı olmasıyla yaygın olarak kullanılmamaktadır (4).

İlaç uygulamasına geçmeden önce korunma ve kontrol bölümünde bildirilen mekanik, biyolojik yöntemleri uygulamak gerekir. Bu yöntemler uygulanmadığı takdirde, bugün olduğu gibi ülkemizde ve bütün dünyada bu akarlar problem olmaya devam edecektir.

Kimyasallar seçilirken dikkat edilmesi gerekenler:

a. Kimyasallar bulaşmaya bağlı olmak üzere kuş, kuş yuvası, kemirici veya kümeste kullanılmak üzere belirlenmelidir.

b. Kimyasallar toksisitesi ile çevreye en az etkili olan seçilmelidir.

c. Kimyasalın üretim gereksinimleri ile uyumlu olmalıdır.

d. Kimyasallar kümeslerdeki gerek yüzey ve gerekse ekipmanların malzemelerine (ahşap çıtalı platformlar, galvanizli metal kutular, karton, mukavva kutular vb.) göre seçilmelidir.

D. gallinae ile mücadelede, çevredeki tavuk, hindi ve güvercinlerle birlikte, kümeslerin de ilaçlanması gerekir. Bunun için karbamatlı (Bolfo, Baygon, Opigal-5) insektisidler serpme, organik fosforlu insektisidler (Neguvon, Asultol) püskürtme, serpme veya tütsü,

sentetik pretroidli insektisidler (Cypermethrin, Permethrin, Cyflutrin) ise püskürtme şeklinde kullanılması önerilmektedir. Avermectinlerin de korunma ve tedavide denenmesi önerilmektedir (3, 45-47).

Karbamatlı insektisitlerden Carbaryl (Baygon) ve Propoxur (Bolfo) atomizerle bütün kümese 2 hafta arayla %5’lik toz halinde püskürtülmesi önerilmektedir (9). Organik fosforlu akarisitlerden Trichlorphon (Neguvon) ve Caumaphos’dan (Asulton) kullanılarak bu parazite karşı olumlu sonuçlar alınmıştır. Bütün kümes, yem deposu, kuluçkahane ve yumurta violllerinin konulduğu yerler dahil, her yer Trichlorphon’un

%0,2’lik solüsyonu ile ilaçlanması önerilmektedir. İlaçlama yumurtadan çıkan larvalara karşı 2-3 gün arayla birkaç kez tekrar edilmelidir. Gerekirse tavukların bu solüsyonda banyo ettirilmesi önerilmektedir (9, 45).

Sentetik pretroitli insektisidler Cypermethrin (İmperator), Permethrin (Primetrin), Cyfluthrin (Solfac, Bayofly) ise püskürtme şeklinde kullanılması tavsiye edilmektedir (9). Kanatlı hayvanların barındıkları kafesler ve yerler %2-7 carbamate solüsyonlarının sprey şeklinde uygulanması önerilmektedir (48). Kümesin zemin yüzeyinin metre küpüne 0,5 gr Carbaryl’in %85’lik ıslanabilir tozundan hazırlanan aerosol toz püskürtülmesi, karbamate %7,5 toz 4 gr/metre küp dozda uygulandığında, bir ay içerisinde D.

gallinae’lerin öldükleri ve ilacın tavuklarda herhangi bir yan etkiye rastlanmadığı ifade edilmiştir (49).

2.7.2 Akarisit Direnci

Tekrarlayan D. gallinae popülasyonlarının uzun vadeli kimyasal kontrolü akalarların kalıtsal direncinin gelişmesine neden olabilmektedir. Son zamanlarda Fransa’da (50), İtalya’da (51) ve Eski Çekoslavakya’da (52, 53) DDT, organofosfatlar veya piretroid direncinin oluşabileceği düşünülmüştür. Ancak tedavi başarısızlıklarının nedeni, kazanılmış akar direnci veya yetersiz akarisit tedavisi de olabilmektedir. Bazı kimyasalların dirençliliğini taramanın ve saha etkinliğini test etmenin zor olması nedeniyle invitro testler gereklidir. Iki tür in vitro test kullanılmaktadır: Cam Pasteur pipeti testleri (52, 54) ve Whatman filtre kâğıdı testleri (50).

Yeni akarisitlerin yetersizliği nedeniyle direnç yönetim stratejisinde farklı kimyasal grupların uygulanmasının kısa sürede direnç değişimine neden olduğu tespit edilmiştir.

Akarisitlerin farklı grupları dönüşümlü olarak kullanılmalıdır ve diğer alternatif tedaviler incelenmelidir (4).

2.7.3 Aşı Denemeleri

Eklem bacaklılara karşı aşıların geliştirilmesi oldukça zor olmasına karşın birçok özellikleriyle aşılar yine de akarisitlere cazip bir alternatif oluşturmaktadır. Bu zorluk yeni koruyucu antijenlerin karakterizasyonu ve identifikasyonunun uzun sürmesine ve antijene karşı konak immün reaksiyonlarının artropodlara etki düzeyinin soru işaretleri taşımasına bağlıdır (55, 56). D. gallinae’ye karşı aşı geliştirilmesi akar-konak ilişkisinin nispeten az bilinmesi nedeniyle gerçekleştirilebili olması zor gözükmektedir (57).

Tavuklar, O. sylviarum’a (58, 59) karşı direnç geliştirebilmesine karşın D. gallinae’ye karşı direnç oluşturamıyor gözükmektedir (21). Bu sebeblerle D. gallinae’ye karşı potansiyel bir aşı geliştirilmesi üzerine günümüze kadar az sayıda çalışma yapılmıştır.

Somatik D. gallinae antijenleri ve homolog diğer bazı akar türlerinin (örneğin Dermatophagoides pteronyssinus) proteinleri kanatlı immunizasyonunda denenmiş fakat kısmi bir başarı sağlanmıştır (60). İn vitro olarak immunize kanatlılardan yumurta-ekstrakte antikorları içeren kan ile akarların beslenmesiyle akarlarda önemli oranda (%7,5-50,6 arasında) mortalite gözlemlenmiştir (57, 61). Ancak akarların in vitro olarak D. gallinae proteinleri ile bağışıklık kazanmış kanatlıların kanı ile beslenmeleri durumunda mortalite oranının önemsiz olduğu belirlenmiştir (62). In vitro akar çalışmalarının gelecekteki araştırmaları kolaylaştırmasına rağmen yinede eksiklikleri vardır (62-64). Şimdiye kadar in vitro akar beslenme/akar eliminasyon deneme sonuçları beklenen etkiyi göstermemiş olsa da bu konudaki gelişmeler ileri çalışmalar için imkan sağlamıştır (62-64).

Somatik akar proteinlerin kullanımına alternatif bir yaklaşım da tavukların sivrisinek (subolesin) ve kenelerden (Bm86) derive olan rekombinant proteinlerle immunizasyonudur. D. gallinae’de in vitro ölüm oranlarının subolesin ve Bm86 uygulamalarında sırasıyla %35 ve %23’e kadar ulaştığı rapor edilmiştir (65). Ayrıca genomik düzeyde Dg-HRF-1 (D. gallinae histamin salınımı faktör proteini) (D.

gallinae’de tespit edilmiş kene HRF ortologu) (66) ve hem Dg-HRF-1 hem de Dg-CatD-1 (recombinant katepsin D- ve L- benzeri proteinaz) müşterek kullanımının D.

gallinae’ye karşı aşı adayı potansiyelleri araştırılmıştır (67). Dg-HRF-1 ile in vitro testler

tavuk bağışıklığında kullanıldığı zaman D. gallinae mortalitesinde %7 lik bir artış gözlenmiştir (66). Benzer olarak akarların beslenmesinden sonraki ilk 120 saatteki verilere göre akar ölümü Dg-CatD-1 ile tedavi edilen grupta Dg-CatL-1 ile tedavi edilen ve kontrol grubundan daha yüksek olduğu saptanmıştır (67). Bu son antijen araştırmaları D. gallinae’ye karşı somatik ve rekombinant protein tabanlı aşı geliştitilmesinde bir potansiyel olduğunu ortaya koymuş olmakla birikte ticari bir aşı üretimine geçmeden önce aşılması gereken bir çok önemli hususun olduğu da rapor edilmektedir (68).

2.7.4 Fiziksel Kontrol Yöntemleri

Kümesler yetiştirme dönemleri arasında birkaç ay boş bırakılmalıdır. Kümes iç ve dış duvar yüzeyinde akarların saklandıkları çatlak ve yarıklar sıva ile kapatılmalıdır.

Kümeslerde malzemeler boşaltılıp, temizlik mekanik olarak yapılmalıdır. Kümes ve kümes içindeki tüm ekipmanlar her yetiştirme dönemi sonunda ve başında basınçlı buharlarla yıkanmalıdır. Kümeslere etkenleri taşıyan kuş, sinek ve kemiricilerin girmesiyle kuşların kümeslere yuva yapmaları engellenmelidir. Özellikle serçeler yuvalarını tavuk tüyleri ile yaptıklarından bu parazitin kümesler arası naklinde önemli rol oynamaktadırlar. Akarlar nemliliğe çok duyarlı olduğu için su ile düzenli aralıklarla duvarlar yıkanmalıdır. Ayrıca vakumlu ev temizleyici elektrikli süpürgeler akarın yaşaması için gerekli olan tozların ortadan kaldırılmasında gerekli ve etkili olmaktadır.

Akarların kontrolünde kümeslerin mekanik temizliğinin, herhangi bir dezenfektan (mertionat) kadar önemli olduğu bildirilmektedir (6).

2.7.5 Biyolojik ve Alternatif Mücadele Yöntemleri

Biyolojik mücadele preditörlerle (Örn: bazı karınca ve örümcek türleri ile Bacillius thuriunguensis, Alphatabius diaperinus, Androlaelaps casalis, Hypoaspis aculeifen, Stumus vulgaris gibi) yapılanıdır. Bunlardan en yaygın kullanılanı ve en uygunu Bacillius thuriunguensis’in kristalize toksinleridir. Alternatif biyolojik yöntemlerden bir diğeri sınırlı yerlerde kullanılmalarına rağmen silica tozlarıdır. Bu toz akarlarda vücut yüzeyindeki emilimi bozmak suretiyle dehidrasyona ve dolayısıyla ölümlerine neden olmaktadırlar. Ayrıca böcek büyüme düzenleyicileri (Insect growth regulators =IGR) D.

gallinaepopülasyonunu azaltmaktadır. Buna karşılık diflubenzuron, triflumuron gibi kitinizasyon engelleyicileri (=chitinsynthesis inhibitors ) akar sayısını azaltmada başarılı olmamaktadır (4).

Ayrıca kümeste uygun havalandırma ile akarsız sertifikalı piliçlerin kullanılması kontrol önlemi olarak tavsiye edilmektedir (69). Piliç taşıma araçlarının ve taşımada kullanılan malzemelerin buhar, ateş, su veya dezenfektanlarla temizlenmiş olması gerekmektedir (4).