Birinci ve İkinci Deneme Ovül Kültürü Bulgularının Tartışılması

Ovül kültürü denemelerinde de anter kültürü denemelerinde olduğu gibi aynı yöntemler izlenmiştir. Yine ikinci denemede, birinci denemeden farklı olarak yer alan karanlık uygulamasının haploid embriyo uyartımına etkisi bulunmamıştır. Ovül kültürü neticesinde, Zeugma F1 genotipi hariç, diğer genotiplerin tümünde yalnızca bitkicik formasyonu elde edilmiştir. Sözü edilen bu sebeplerden dolayı her iki deneme için ovül kültürü bulgularının tartışılması aynı başlık altında verilmiştir.

Karpuzlarda ginogenesis yoluyla haploid embriyo eldesine ilişkin oldukça az sayıda çalışma vardır. Sarı ve ark. (1994) karpuzlarda ginogenesis yoluyla haploid bitki elde etme yöntemlerinden ışınlanmış polenlerle tozlama tekniğini kullanmışlar, Gürsoy ve ark. (2012) ise haploid embriyo uyartımı için ovül-ovaryum kültürlerinden faydalanmışlardır. Anter kültürü denemelerinde olduğu gibi ovül kültürü denemeleri için de diğer kabakgil türlerinde araştırılan ve olumlu sonuçlar verdiği belirtilen ovül-ovaryum kültürü çalışmalarından yararlanılmıştır (Dumas de Vaulx ve Chambonnet, 1986; Gemes ve ark., 1997; Metwally ve ark., 1998b; Shalaby, 2007;

Suprunova ve Shmykova, 2008).

Söz konusu çalışmalar incelendiğinde, ovül-ovaryum kültüründe embriyogenesis verimini arttırdığı belirtilen bitki büyüme düzenleyicilerden 2,4-D ve TDZ’nin farklı konsantrasyonları ile farklı konsantrasyonlardaki kombinasyonları, bitki besi ortamlarından MS besi ortamı ile + 4 ^oC’de 0, 2, 4 ve 6 gün soğuk ön uygulamaları deneme içerisinde yer almış, bu uygulamaların ginogenesis aracılığıyla karpuzlarda haploid embriyo uyartımına etkileri araştırılmıştır.

Embriyo teşvik ortamı kompozisyonu ginogenesiste başarıyı etkileyen başlıca faktörler arasında yer almaktadır. Evans ve ark. (1981) embriyo teşvik ortamında bulunan 2,4-D’nin kültür bitkilerinin çoğunluğu için somatik embriyogenesis oranını arttırdığını, Victor (1996) ve Germana ve Chiancone (2003) TDZ’nin somatik embriyogenesis uyartımı için en aktif bitki büyüme düzenleyicilerden olduğunu belirtmişlerdir. Çiçek gelişim aşamaları ile ön uygulamalar dikkate alınmaksızın yalnızca ortam denemelerinin birinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren grafik Şekil 4.9 ve ikinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren grafik Şekil

4.10’da verilmiştir. Şekil 4.9 incelendiğinde, yalnızca 2,4-D eklenen 5, 9 ve 13 no’lu ortamlarda bitkicik formasyonu elde edilmediği ya da çok düşük oranlarda gerçekleştiği, yalnızca TDZ eklenen 2, 3 ve 4 no’lu ortamlarda bitkicik formasyonu elde edilmediği, benzer şekilde ikinci deneme ovül kültürü ortamlarında da yalnızca 2,4-D bulunan 1 no’lu ortamda bitkicik formasyonunun elde edilmediği görülmektedir (Şekil 4.10.). Kabakgillerde yapılan diğer ovül-ovaryum kültürü çalışmalarında embriyo uyartımına Metwally ve ark. (1998a) 2,4-D’nin, Gemes ve ark. (2002), Suprunova ve Shmykova (2008) ve Gürsoy ve ark. (2012) TDZ’nin etkili olduğuna bildirmelerine karşın, her iki deneme için de 2,4-D’nin TDZ ile birlikte bulunduğu ortamlarda bitkicik formasyonu elde edilmiştir. Elde edilen bu sonuçların karpuzlarda, oksinler ile birlikte kullanılan sitokininlerin ginojenik kapasiteyi arttırdığından kaynaklandığı düşünülmektedir. En yüksek bitkicik formasyonu oranı birinci deneme için 7 ve 14 no’lu ortamlarda, ikinci deneme için 4 no’lu ortamda gerçekleşmiştir. İstisna olarak Ek 4 ve Ek 5’de belirtildiği gibi Halep Karası genotipinin her iki çiçek gelişim aşamasında, oranları düşük olmakla beraber 9 no’lu ortamlarda, yalnızca 4 gün süreyle soğuk şoku uygulanan denemelerden bitkicik formasyonu elde edilmiştir. Bu sonucun, uygulanan soğuk şokunun hormon aktivitesini arttırıcı yönde etkilemiş olabileceği düşünülmektedir.

Ovaryumlara veya in vitro kültür ortamlarına uygulanan yüksek ya da düşük sıcaklık gibi fiziksel muamelelerin, ovülleri gametofitik gelişme seyrinden haploid embriyo uyartımına yol açan sporofitik yöndeki gelişme seyrine çevirdikleri düşünülmektedir (Yang, 1982; Rakha ve ark., 2012). Ortam denemeleri ve çiçek gelişim aşamaları dikkate alınmaksızın soğuk ön uygulamasının, birinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren grafik Şekil 4.11’de, ikinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren grafik Şekil 4.12’de verilmiştir. Şekil 4.11’e göre en yüksek bitkicik formasyonu oranı, 4 gün süreyle +4 ^oC soğuk uygulanan çiçek tomurcuklarından izole edilen ovüllerde meydana gelirken, ikinci denemede ise en yüksek bitkicik formasyonu oranları, soğuk uygulanmayan çiçek tomurcuklarından izole edilen ovüllerde meydana gelmiştir (Şekil 4.12.). Benzer şekilde Kwack ve Fujieda (1988), Shalaby (2007) kabakta, Hanna (1994) soğanda +4 ^oC 4-5 gün süreyle soğuk muamelesinin haploid embriyo verimini arttırdığını belirtirken,

Metwally (1998b) ve Arafeh (2006) çalışmalarında en yüksek haploid embriyo verimini soğuk uygulanmayan denemelerden elde ettiklerini bildirmişlerdir. Anter kültürü bulgularının tartışılmasında bahsedildiği gibi çiçek tomurcuklarına uygulanan sıcaklık ve sürelerinin çeşitten çeşide değişebildiği bilinmektedir (Ferrie ve ark., 1995).

Şekil 4.9. Ortam uygulamalarının Halep Karası ve Zeugma F1 genotiplerinin ovüllerinde bitkicik formasyonuna etkisi

Şekil 4.10. Ortam uygulamalarının Starburst F1 ve Crimson Tide F1 genotiplerinin ovüllerinde bitkicik formasyonuna etkisi

Şekil 4.11. Soğuk ön uygulama sürelerinin Halep Karası ve Zeugma F₁ genotiplerinin ovüllerinde bitkicik formasyonuna etkisi

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20

0. Gün 2. Gün 4. Gün 6. Gün

Bitkicik Formasyonu (%)

Soğuk Uygulamaları

Starburst F1 Crimson Tide F1

Şekil 4.12. Soğuk ön uygulama sürelerinin Starburst F1 ve Crimson Tide F₁ genotiplerinin ovüllerinde bitkicik formasyonuna etkisi

Ginogenesis denemelerindeki başarı; ortam içeriği, sıcaklık ön uygulamaları dışında, haploid embriyo indüksiyon kapasitesi yüksek embriyo keselerini içeren çiçek gelişim aşamasının tespitini kapsamaktadır (Chambonnet ve Dumas de Vaulx, 1985; Gemes ve ark., 2002). Çoğu bitki türü için dişi gametlerden embriyo oluşumunda en uygun safha, polen gelişim aşamalarına göre belirlenmektedir.

Ancak, kabakgiller içerisinde yer alan genotiplerin çoğu monoik yapıda olduğundan, çoğu araştırmacı kabakgiller için antezis dönemini baz almaktadır. Ficcadenti ve ark.

(1999) kavun için antezisten bir gün önce, Gemes ve ark. (2002) hıyar için antezisten 6 saat önce, Gürsoy ve ark. (2012) karpuz için antezisten bir gün önce, Rakha ve ark.

(2012) ise kabak için antezisten bir gün önce alınan çiçek tomurcuklarının en uygun aşamada bulunan embriyo keselerine sahip olduklarını belirtmişlerdir. Nitekim, ortam denemeleri ve soğuk ön uygulamaları dikkate alınmaksızın çiçek gelişim aşamalarının, birinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren Şekil 4.13’e göre en yüksek bitkicik formasyonu yüzdesi A-1 aşamasındaki ovüllerden elde edilmiştir. İkinci deneme bitkicik formasyonuna etkilerini içeren Şekil 4.14’e göre en yüksek bitkicik formasyonu yüzdesi Starburst F1 genotipi için A-1 aşamasındaki ovüllerde, Crimson Tide F1 genotipi için A-2 aşamasındaki ovüllerde gerçekleşmiştir.

Yukarıda sözü edilen ortam içeriği ve sıcaklık ön uygulamalarının yanı sıra, genotip ginogenesiste başarıyı etkileyen en önemli faktörler arasında yer almaktadır.

San Noeum (1979), yaptığı denemeler neticesinde haploid bitki oluşum frekansının genotipe bağlı olarak % 0.2’den % 1.1’e değiştiğini bildirmiştir. Benzer şekilde Sarı ve ark. (1992) kavunda, Kobayashi ve ark. (1993) tatlı patateste, Alan ve ark. (2004) soğanda, Suprunova ve Shmykova (2008) hıyarda embriyogenesis oranlarındaki farklılığın genotipten kaynaklandığını vurgularken, Shalaby (2007) Yellow Bik F₁ (kabak) genotipi ovüllerinin hiçbir gelişme göstermeden canlılıklarını kaybettiklerini belirtmiştir. Bu çalışmada da Zeugma F1 genotipi hariç, Halep Karası, Starburst F1 ve Crimson Tide F1 genotiplerinin ovüllerinde hacimce artma ve koyu yeşil renk oluşumu gerçekleşmiştir. Ovül kültürü neticesinde elde edilen bu bitkicik formasyonları hormon içermeyen MS besi ortamları içerisinde kültüre alınmıştır.

Ancak, rejenerasyon ortamları içerisinde bitkicik formasyonlarında bölünme devam etmemiş, embriyo ya da kallus oluşumu meydana gelmemiştir. 4-5 hafta sonunda, bu hücreler canlılıklarını yitirmişlerdir. Mukhambetzhanov (1997)’un belirttiği gibi, söz konusu bu durumun genotiplerin morfogenetik aktiviteye sahip olmayan, embriyo keseleri etrafındaki somatik doku hücrelerinin çoğalması ile gerçekleştiği düşünülmektedir.

0

57 5. SONUÇLAR VE ÖNERİLER

Karpuz, dünyada ve ülkemizde makro ölçekli üretim, alan ve miktarlarının yanı sıra, besleyici değeri oldukça yüksek, sahip olduğu hoş koku, tat ve ferahlatıcı özelliği ile severek tüketilen ürün grupları arasında yer almaktadır. Sözü edilen bu özelliklerinden dolayı karpuzlarda, hastalıklara ve zararlılara dayanıklı, yüksek kaliteli yeni çeşitlerin elde edilmesi ile ilgili yapılan ıslah çalışmaları büyük önem taşımaktadır. Islah çalışmalarının temelini, 5-6 nesil sonrasında elde edilen kendilenmiş saf hatlar oluşturmaktadır. Androgenesis ve ginogenesis gibi haploid bitki elde etme yöntemleri, ıslah süresini kısaltarak, hızla %100 saf hatların üretimine olanak sağlamakta ve haploidizasyon teknikleri ile hibrit ıslahı da kolaylaşmaktadır.

Karpuzlarda anter ve ovül kültüründe soğuk uygulaması, TDZ ve 2,4-D uygulamalarının haploid embriyo indüksiyonuna etkilerinin incelendiği birinci ve ikinci denemelerin sonuçları ve bazı sonuçlara dayalı getirilen öneriler aşağıda maddeler halinde sıralanmıştır.

· Birinci deneme anter kültürü neticesinde en yüksek kallus oluşum oranı, % 70 ile Halep Karası genotipinin soğuklanmaya maruz bırakılmayan Ap-1 aşamalı çiçek tomurcuklarından izole edilen anterlerinde 13 no’lu ortamda (5 mg/l 2,4-D + 0 mg/l TDZ) ve Ap-2 aşamalı çiçek tomurcuklarından izole edilen anterlerinde 5 nolu ortamda (1 mg/l 2,4-D + 0 mg/l TDZ) gerçekleşmiştir.

· İkinci deneme anter kültürü sonucunda en yüksek kallus oluşum oranı, % 53.3 ile Starburst F1 genotipinin +4 ^oC’de 4 gün süreyle soğuğa maruz bırakılan Ap-3 aşamalı çiçek tomurcuklarından elde edilen anterlerde 4 no’lu ortamda (3 mg/l 2,4-D + 0.04 mg/l TDZ) gerçekleşmiştir.

· Birinci deneme kallus oluşum oranlarına göre yalnızca ortam uygulamalarının etkileri değerlendirildiğinde, 2,4-D içermeyen ve TDZ’nin farklı dozlarını (0, 0.01, 0.02, 0.04 mg/l) içeren ortamlarda Zeugma F₁ genotipinde kallus oluşmazken, Halep Karası genotipinde oldukça düşük oranda kallus oluştuğu görülmüştür. 2,4-D’nin farklı dozlarının, farklı dozlardaki TDZ ile beraber kullanıldığı ortamlarda ise kallus oluşum oranları artan seyirde değişmiştir.

Biçimlendirilmiş

Biçimlendirilmiş: Satır aralığı: 1,5 satır

Biçimlendirilmiş: Satır aralığı: 1,5 satır

58 embriyojenik kallus ya da embriyo oluşumuna etkileri farklılık göstermemekle birlikte, daha sonra yapılacak çalışmalar için 3 ve 5 mg/l 2,4-D’nin, TDZ’nin daha yüksek miktarlardaki dozları ile birlikte kullanılmasının polen embriyogenesisini teşvik edebileceği kanaatine varılmıştır.

· İkinci deneme kallus oluşum oranlarına göre yalnızca ortam uygulamalarının etkileri değerlendirildiğinde ise oksin:sitokinin oranı artışıyla, kallus oranlarında da artış olduğu görülmüştür. İkinci denemede elde edilen bu sonuç, birinci deneme için bir üst madde de bahsedilen görüşü desteklemektedir.

· Birinci ve ikinci deneme için +4 ^oC’de 0, 2, 4 ve 6 gün soğuklama sürelerinin polen embriyogenesisini teşvik edici etkisine rastlanmazken, 2, 4 ve 6 gün soğuklanma süreleri, birinci deneme kallus oluşum oranlarını her iki genotip için olumsuz yönde etkilemiş, ikinci deneme +4 ^oC’de 0 ve 6 gün soğuklama süreleri her iki genotip için de kallus oluşum oranlarını arttırmıştır. Bununla birlikte bundan sonraki çalışmalarda farklı soğuklatma sürelerinin, embriyo teşvik ortamı ile uygulanmasının, karpuz mikrosporlarının sporofitik yönde gelişmelerine daha yararlı olabileceği sonucuna varılmıştır.

· Birinci deneme ovül kültürü denemeleri sonucunda en yüksek bitkicik formasyonu, Halep Karası genotipinin +4 ^oC’de 4 gün süreyle soğuk şoku uygulanan, A-1 aşamalı çiçek tomurcuklarından elde edilen ovüllerde, % 36.6 oranlarıyla 12 no’lu (3 mg/l 2,4-D + 0.04 mg/l TDZ), 14 no’lu (5 mg/l 2,4-D + 0.01 mg/l TDZ) ve 15 no’lu (5 mg/l 2,4-D + 0.02 mg/l TDZ) ortamlarda kaydedilmiştir.

· İkinci deneme ovül kültürü sonucunda en yüksek bitkicik formasyonu, Crimson Tide F1 genotipinin soğuk şoku uygulanmayan, A-2 aşamalı çiçek

59

tomurcuklarından izole edilen ovüllerinde, % 36.6 ile 4 no’lu ortamdan (5 mg/l 2,4-D + 0.04 mg/l TDZ) elde edilmiştir.

· Birinci deneme bitkicik formasyonu yüzdeleri, yalnızca ortam uygulamalarının etkilerine göre değerlendirildiğinde, TDZ içermeyen 5, 9 ve 13 no’lu ortamlarda ya hiç bitkicik formasyonu oluşmamış ya da oldukça az miktarda oluşmuştur. Ayrıca 0 mg/l 2,4-D ve farklı dozlarda TDZ (0.01, 0.02, 0.04) içeren ortamlarda, bitkicik formasyonu oranları, diğer ortamlara göre belirgin derecede düşük gerçekleşmiştir. En iyi sonuçlar ise 7 no’lu (1 mg/l 2,4-D + 0.02 mg/l TDZ), 14 no’lu (5 mg/l 2,4-D + 0.01 mg/l TDZ) ve 16 no’lu (1 mg/l 2,4-D + 0.04 mg/l TDZ) ortamlardan elde edilmiştir.

· İkinci deneme bitkicik formasyonu yüzdelerine, yalnızca ortam uygulamalarının etkisi incelendiğinde, Starburst F1 genotipinde TDZ miktarındaki (0.01, 0.02, 0.04) artışla beraber bitkicik formasyonu yüzdesi de artmıştır. Crimson Tide F₁ genotipinde ise TDZ miktarındaki artışa koşut bir artış elde edilmemiştir. Her iki genotip için de en yüksek bitkicik formasyonu yüzdesi 4 no’lu ortamda gerçekleşmiştir (5 mg/l 2,4-D + 0.04 mg/l TDZ).

· Birinci ve ikinci ovül kültürü denemeleri neticesinde, 2,4-D ve TDZ dozlarının embriyo ya da embriyojenik kallus oluşumu üzerine olumlu bir etkisi belirlenemezken, oksinler ile birlikte sitokininlerin de embriyo teşvik ortamında bulundurulmaları gerektiği sonucuna varılmıştır.

· Anter kültürü denemelerine benzer şekilde ovül kültürü denemeleri neticesinde de, 0, 2, 4 ve 6 gün süreyle uygulanan soğuk şoklarının embriyo uyartımını teşvik edici yönde etkisi bulunmamıştır. Birinci deneme ovül kültürü sonucunda en yüksek bitkicik formasyonu yüzdesi, 4 gün süreyle soğuk uygulanan çiçek tomurcuklarından elde edilen ovüllerde, ikinci deneme ovül kültürü neticesinde ise soğuk şokuna maruz bırakılmayan çiçek tomurcuklarından elde edilen ovüllerde gerçekleşmiştir. İleride sıcaklık şokunun da denenmesi önerilmektedir.

· Birinci deneme ovül kültürü denemelerinde kullanılan Zeugma F1

genotipinde, sunulan bu çalışmada kullanılan diğer genotiplerin aksine bitkicik formasyonu oluşmamış, kültüre alınan ovüller yaklaşık 3 hafta

60

sonunda kahverengileşerek canlılıklarını yitirmişlerdir. Karpuzlarda yapılacak daha sonraki ovül kültürü çalışmaları için Halep Karası, Starburst F₁ ya da Crimson Tide F1 genotiplerinin kullanılmasının daha yararlı olacağı düşünülmektedir.

· Sunulan bu çalışmanın başarısını etkileyen en önemli faktörlerin arasında, genotipin haploid embriyo uyartımına genetik yatkınlığının düşük olmasının yanı sıra, uygun aşamadaki çiçek tomurcuklarının kullanılmadığından kaynaklandığı düşünülmektedir. İleride yapılacak çalışmalar için ilk basamak olarak uygun safhadaki karpuz mikrosporları ve megasporlarının sitolojik incelemeler ile belirlenmesi önerilmektedir. Ayrıca, uygun aşamadaki başlangıç materyali sayesinde farklı bitki besi ortamları, hormon dozları, sıcak ve soğuk şoku gibi haploid embriyo teşvikini arttırıcı yönde uygulamaların denenmesi kolaylaşacaktır.

· Sunulan bu çalışmanın, literatürde karpuzlarda haploid bitki elde edilmesine yönelik oldukça az sayıda bulunan kaynak ve çalışmada kullanılan haploid embriyo uyartımına yönelik farklı yöntem ve uygulamalar nedeniyle daha sonraki çalışmalar için katkı sağlayabileceği düşünülmektedir.

ABAK, K., 1983. Biberde (Capsicum annuum L.) Anter Kültürü Yoluyla Haploid Bitki Elde Etme Üzerine Araştırma. A.Ü. Ziraat Fakültesi Yıllığı, 33, Fas.: 1-2-3-4’den ayrı basım.

ALAN, A.R., BRANTS, A., COBB, E., GOLDSCHNIED, P.A., 2004. Fecund Gynogenic Lines from Onion (Allium cepa L.) Breeding Materials. Plant Science, 167, 1055-1066.

ANONİM, 2012., FAOSTAT. Statistic Database. http://faostat.fao.org/

ANONİM, 2013., USDA National Nutrient Database for Standard Reference Release. htpp://ndb.nal.usda.gov/

ARAFEH, M.O., 2006. Production of Double Haploid Squash Plant. MSc thesis, Faculty of Agriculture, Cairo University, Egypt.

BATES, D.M., ROBINSON, R.W., 1995. Cucumbers, Melons and Watermelons (Cucumis and Citrullus (Cucurbitaceae)). 2^nd Edn. Longman Scientific, Harlow, Essex, UK, 89-96.

BAJAJ, Y.P.S., 1990. In vitro Production of Haploids and Their Use in Cell Genetics and Plant Breeding (Y.P.S BAJAJ). Haploids in Crop Improvement, Biotechnology in Agriculture and Forestry, Springer, Berlin, 12, 3-44.

BLAKESLEE, A.F., BELLING, J., FARNHAM, M.E., BERGNER, A.D., 1922. A Haploid Mutant in the Jimson Weed, Datura stramonium. Science, 55, 646-647.

CHAMBONNET, D., 1985. Culture D’Antheres in vitro Chez Trois Solanaceaes Maraicheres: le Piment (Capsicum annuum L.), L’aubergine (Solanum melongena L.), la Tomato (Lycopersicon esculentum Mill.) et Obtention de Plantes Haploides. These (Doktorat), Academie de Montpellier, 90 p.

CHAMBONNET, D., DUMAS DE VAULX, R., 1985. Obtention of Embryos and Plants from in vitro Culture of Unfertilized Ovules of Cucurbita pepo.

Cucurbit Genetics Coop. Rep., 8:66.

261-266.

ÇAĞLAR, G., ABAK, K., 1999. Hıyarda (Cucumis sativus L.) in situ Uyartım Sonucu Elde Edilen Haploid Embriyolardan in vitro Haploid Bitki Oluşturma. Journal of Agriculture and Forestry, Turkey, 23, 283-290.

DIAO, W.P., JIA, Y.Y., SONG, H., ZHANG, X.Q., LOU, Q.F., CHEN, J.F., 2009.

Efficient Embryo Induction in Cucumber Ovary Culture and Homozygous Identification of the Regenetants Using SSR Markers. Scientia Horticulturae, 119(3), 246-251.

DUMAS DE VAULX, R., 1979. Obtention de Plantes Haploides Chez le Melon (Cucumis melo L.) Apres Pollinisation par Cucumis ficifoilus A. Rich.

Comptes Rendus de l’Academie des Science, Paris, Serie D, 289, 875-878.

DUMAS DE VAULX, R., CHAMBONNET, D., SIBI, M., 1981. Stimulation of in vitro Androgenesis in Pepper (Capsicum annuum L.) by Elevated Temperature Treatments. Agronomie 1, 11: 859-864.

DUMAS DE VAULX, R., CHAMBONNET, D., 1986. Obtention of Embryos and Plants from in vitro Culture of Unfertilized Ovules of Cucurbita pepo L. (W.

HORN, C.J. JENSEN, W. ODENBACH, O. SCHIEDER). Genetic Manipulation in Plant Breeding. Proceedings of the International Symposium Organised by EUCARPIA, Berlin, 295-297.

DRYANOVSKA, O.A., ILIEVA, I.N., 1983. In vitro Anther and Ovule Cultures in Muskmelon. C.R. Acad. Bulgar Science, Bulgaria, 36 (8), 1107-1110.

ELLİALTIOĞLU, Ş., 1999. Androgenezis Yoluyla Haploid Bitki Rejenerasyonunda Başarıyı Etkileyen Faktörler. Biyoteknoloji (Kükem) Dergisi, 24(1),11-22.

ELLİALTIOĞLU, Ş., SARI, N., ABAK, K., 2001. Bitki Biyoteknolojisi Doku Kültürü ve Uygulamaları. Selçuk Üniversitesi Vakfı Yayınları, Konya, 137-189.

EVANS, D.A., SHARP, W.R., FLICK, C.E., 1981. Growth and Behaviour of Cell Culture: Embriyogenesis and Organogenesis (T.A. THORPE). Plant Tissue Culture. Methods and Applications in Agriculture. Acad. Press, New York, 45-113.

FERRIE, A.M.R., PALMER, C.E., KELLER, W.A., 1995. Haploid Embryogenesis (T.A. THORPE). In vitro Embryogenesis in Plants. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 309-344.

FICCADENTI, N., SESTILI, S., ANNIBALI, S., 1999. In vitro Gynogenesis to Induce Haploid Plants in Melon (Cucumis melo L.). Journal of Genetics and Breeding, 53, 255-257.

GALAZKA J., NIEMIROWICZ-SZCYZTT, K., 2013. Review of Research on Haploid Production in Cucumber and Other Cucurbits. Folia Horticulture, 25/1 (2013), 67-78.

GEMES, J.A., VENCZEL, G., BALOGH, P., 1996. Haploid Plant Induction in Zucchini (Cucurbita pepo L.) and Cucumber (Cucumis sativus L.) Lines through in vitro Gynogenesis (A. ALTMAN, M. ZİV). ISHS, Acta Horticulture, 447, 623-625.

GEMES, J.A., BALOGH, P., FERENCZY, A., 2002. Effect of Optimal Stage of Female Gametophyte and Heat Treatment on in vitro Gynogenesis Induction in Cucumber (Cucumis sativus L.). Plant Cell Rep., 21, 105-111.

GERMANA, M.A., CHIANCONE, B., 2003. Improvement of Citrus clementina Hort. ex Tan. Microspore-Derived Embryoid Induction and Regeneration.

Plant Cell Reports, 22, 181-187.

GORECKA, K., KRZYZANOWSKA, D., GORECKI, R., 2005. The Influence of Several Factors on the Efficiency of Androgenesis in Carrot. J. Apll. Genet., 46, 245-269.

Plants. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, 4, 1-35.

GÜRSOY, I., SOLMAZ, İ., SARI, N., 2012. In vitro Ovule and Ovarium Culture in Watermelon (N. SARI, İ.SOLMAZ, V. ARAS). Proceedings of the X^th EUCARPIA Meeting on Genetics and Breeding of Cucurbitaceae. Antalya, Turkey, October 15-18^th , 2012, 799-804.

GÜRSÖZ, N., 1990. Kavun (Cucumis melo var. inodorus ve reticulatus) ve Karpuzda (Citrullus lanatus (Thunb.) Mansf) Işınlanmış Polenle Uyartılan in situ Partogenetik Embriyolardan in vitro Kültürü ile Haploid Bitki Eldesi.

Yüksek Lisans Tezi, Ç.Ü. Fen Bilimleri Enstitüsü, Adana, 60s.

GÜRSÖZ, N., ABAK, K., PITRAT, M., RODE, J.C., DUMAS DE VAULX, R., 1991. Obtention of Haploid Plant Induced by Irradiated Pollen in Watermelon (Citrullus lanatus (Thunb.) Mansf.). Cucurbit Genetic Cooperative, 14, 109-110.

HANNA, A.B., 1994. Genetic Evaluation of Some Economic Characters in Onion (Allium cepa). PHd thesis, Faculty of Agriculture, Moshtohor, Zagazig University, Egypt.

HAYASE, H., 1954. Cucurbita Crosses. Occurrence of a Haploid Twin Pair from F1 Progeny of C.maxima x C. moschata. Jpn. J. Breed., 4, 55.

IMMONEN, S., ROBINSON, J., 2000. Stress Treatments and Ficoll for Improving Green Plant Regeneration in Triticale Anther Culture. Plant Sci., 150, 77-84.

JEFFREY, C., 1975. Furthern Notes on Cucurbitaceae: III. Some African Taxa.

Kew Bu., 30, 475-493.

KARAKULLUKÇU, Ş., ABAK, K., 1992. Bazı Patlıcan Çeşitlerinin Anter Kültürüne Tepkileri. A.Ü. Ziraat Fakültesi Yıllığı, 42, Fas.: 1-2-3-4, 7-12.

KASHA, K.J., ZIAUDDIN, A., CHO, U.H., 1990. Haploids in Cereal Improvement:

Anther and Microspore Culture (J.P. GUSTAFSON). Gene Manipulation in Plant Improvement, Plenum Press, New York, II, 213-235.

KUMAR, H., 1984. Differentiation in Anther Culture of Two Cucurbits. Genetic Manipulation in Crops: Proceedings of International Symposium on Genetic Manipulation in Crops, The 3^rd International Symposium on Haploidy, The 1^st International Symposium on Somatic Cell Genetics in Crops, Beijing, 45-47.

KUMAR, H.G.A., MURTHY, H.N., PAEK, K.Y., 2003. Embryogenesis and Plant Regeneration from Anther Cultures of Cucumis sativus L., Scientia Horticulture, 98 (2003), 213-222.

KUMAR, H.G.A., MURTHY, H.N., 2004. Effect of Sugars and Aminoacids on Androgenesis of Cucumis sativus. Plant Cell Tissue Org. Culture, 78, 201-208.

KOBAYASHI, R.S., SINDEN, S.L., BOUWKAMP, J.C., 1993. Ovule Culture of Sweet Potato (Ipomoea batatas) and Closely Related Species. Plant, Cell, Tissue and Orgon Culture, 32, 77-82.

KWACK, N.S., FUJIEDA, K., 1988. Somatic Embriyogenesis in Cultured Unfertilized Ovules of Cucurbita moschata. J. Japan. Soc. Hort. Sci., 57 (1), 34-42.

LEVI, A., THOMAS, C.E., KEINATH, A.P., WEHNER, T.C., 2001. Genetic Diversity among Watermelon (Citrullus lanatus and Citrullus colocynthis).

Genetic Resources Crop Evolotion, 48, 559-566.

LI, J., ZHANG, L., LI, H.X., GONG, G.Y., ZHANG, H.Y., GUO, S.G., 2008.

Development of Anther Culture Technique in Watermelon (Citrullus lanatus). China Cucurbits and Vegetables 2008-04-006, Available online at http://en.cnki.com.cn/Article_en/CJFDTOTAL-ZGXG200804006.htm.

LICHTER, B., 1982. Induction of Haploid Plant Isolated from Pollen of Brassica napus. Z. Pflanzenphysiol, 105, 427-434.

LU, Y.C., 1993. The Use of Thidiazuron in Tissue Culture. In vitro Cell. Dev. Biol., 29, 92-96.

Publishers, The Netherlans, 1,1-10.

MAYNARD, D.N., 2001. An Introduction to the Watermelon (D.N. MAYNARD).

Watermelons, Characteristics, Production and Marketing, ASHS Press, Alexandria, VA, 9-20.

METWALLY, E.I., MOUSTAFA, S.A., EL-SAWY, B.I., SHALABY, T.A., 1998a.

Production of Haploid Plants from in vitro Culture of Unpollinated Ovules of Cucurbita pepo. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 52 (3), 117-121.

METWALLY, E.I., MOUSTAFA, S.A., EL-SAWY, B.I., SHALABY, T.A., 1998b.

Haploid Plantlets Derived by Anther Culture of Cucurbita pepo. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 52 (3), 171-176.

MOHAMED, M.F., REFAEI, E.F.S., 2004. Enhanced Haploids Regeneration in Anther Culture of Summer Squash (Cucurbita pepo L.). Cucurbit Genetics Coop. Rep., 27, 57-60.

MUKHAMBETZHANOV, S.K., 1997. Culture of Nonfertilized Female Gametophytes in vitro. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, Kluwer Academic Publishers, Netherlands, 48, 111-119.

MURASHIGE, T., SKOOG, F., 1962. A Revised Medium for Rapid Growth and Bioassay with Tobacco Tissue Culture. Plant Pyhsiology, 15, 473-497.

MURTHY, S.N.B., MURCH, S.J., SAXENA, K.P., 1998. Thidiazuron: A Potent Regulator of in vitro Plant Morphogenesis. In vitro Cellular &

Developmental Biology- Plant, 34, 267-275.

Developmental Biology- Plant, 34, 267-275.