GİRİŞ VE AMAÇ
Testis torsiyonu, çocukluk çağında akut skrotuma yol açan önemli sebeplerden biridir. Spermatik kordun kendi ekseni etrafında dönmesine bağlı olarak, testis ve eklentilerinin kan akımının engellenmesi olarak tanımlanır (1). Testis torsiyonu iskemik hasar, detorsiyon ise reperfüzyon hasarı oluşturarak dokuda yapısal ve biyokimyasal bir takım değişikliklerin ortaya çıkmasına neden olur. Çalışmalar dokudaki iskemi-reperfüzyon hasarından serbest oksijen radikallerinin sorumlu olduğunu göstermiştir (2). Serbest oksijen radikalleri (SOR) organizmada dokunun yapı elemanlarını bozarak zararlı etkilere yol açabilir. Birçok organ ve dokuda iskemi-reperfüzyon hasarının etkileri ortaya konularak antioksidan tedavi ile bu etkilerin azaltılabildiği bildirilmiştir (3).
Glutatyon prekürsörü ve analogu olan N-asetilsistein (NAS) mukolitik etkisiyle çeşitli solunum yolu hastalıklarının ve kistik fibrozisin, immünmodülatör olarak AIDS’in tedavisinde, ayrıca oksidatif stres kaynaklı durumlarda, sepsiste ve bazı intoksikasyonların iyileştirilmesinde yaygın olarak kullanılmaktadır. Ayrıca yapısında sülfür grubu bulunan NAS’ın antioksidan özelliği olduğu da ileri sürülmektedir (4).
Bu çalışmada NAS’ın tek taraflı testis torsiyonunda ve sonrasında, her iki testiste meydana gelen hasarlanmaya olan etkisinin araştırılması amaçlanmıştır. Çalışmanın sonunda klinikte pek çok uygulama alanı bulan NAS’ın erkek infertilitesinin önemli nedenlerinden biri olan testis torsiyonunun sağaltımında kullanılıp kullanılamayacağı değerlendirilmiş olacaktır.
GENEL BİLGİLER
Testis torsiyonunda testis ve epididimin kan akışı engellenir. Ortaya çıkan hasar torsiyonun şekli ve süresine bağlı olarak değişebilir (1). Bu sırada oluşan SOR hasarı arttırırken antioksidan savunma sistemleri doku hasarının azaltılmasında etkili olabilir (3). Testis torsiyonunda oluşan biyokimyasal ve yapısal değişiklikleri değerlendirebilmek için öncelikle testisin embriyolojik gelişimi ve morfolojisi incelenmelidir.
TESTİSİN EMBRİYOLOJİK GELİŞİMİ
Embriyonun kromozomal ve genetik cinsiyeti sekonder oositi dölleyen sperm türüne bağlı olarak fertilizasyonda belirlenir (5). İnsan embriyosunun 10-12. dorsal segmentleri arasından primordiyal gonadın mezenkimal kısmı gelişir. Primordiyal germ hücreleri ise gelişimin üçüncü haftasında yolk kesesi duvarında endoderm hücreleri arasında ve allantoise yakın bir yerde belirir. Amibik hareketlerle son barsağın mezenterinin dorsali boyunca ilerler, beşinci haftanın başında primitif gonadlara ulaşır ve altıncı haftada genital kıvrımlara tamamen yerleşirler. Böylece henüz farklılaşmamış fötal gonad gebeliğin altıncı haftasında ortaya çıkmış olur (6,7). Gebeliğin yedinci haftasından önce, her iki cinsin gonadları benzerdir ve farklılaşmamış gonadlar olarak adlandırılırlar. Gonadların erkek ya da dişiliğe farklılaşmaları XX, XY kromozom kompleksine bağlıdır ve gebeliğin yedinci haftasında belli olur (5).
Genetik olarak XY olan embriyoda primitif germ kordonları Y kromozomu üzerindeki testis belirleyici faktör etkisiyle gebeliğin yedinci haftasının başında hızla çoğalır. Sonra bu kordonlar testis veya meduller kordonları oluşturmak üzere gonadın medulla bölgesini doldurur. Bu kordonlar gonadın hilusunda ince ve daha küçük kordonlara parçalanıp ağ şekline dönüşerek “rete testis”i oluştururlar. Gelişim ilerledikçe testis kordonları yüzey epiteliyle olan ilişkilerini kaybederler. Bu, testisin üzerinde yer alan fibröz yapıdaki tunika albuginea sayesinde olur. Kordonlar puberteye kadar
testis lümenine bağlanıp sonrasında duktuli efferentes ile devam ederler. Bunlar ise Wolff kanalına dökülerek duktus deferensi oluştururlar (6-8).
Leydig hücreleri, 8-18. haftalar arasında interstisyel dokudaki mezenkimal hücrelerin hızlı değişimi sonucu ortaya çıkar. Gebeliğin ortasına gelindiğinde, testisin %50’sini bu hücreler oluştururken doğuma doğru sayıları giderek azalır (8).
Başlangıçta lomber bölgede bulunan testisler, üçüncü fötal aydan itibaren skrotuma doğru inişe başlarlar. Hutson (9) hipotezine göre testisin inişinin iki evresi vardır:
İlki transabdominal evredir. Bu evre androjenden bağımsızdır ve iniş anti Mülleryan hormon etkisiyle olur. Testis karın arka duvarı boyunca inişe geçer; gebeliğin 17. haftasında iç inguinal halka hizasına gelir ve gebeliğin 28. haftasına kadar burada kalır.
İkincisi inguinoskrotal evre olarak adlandırılır. Testis bu dönemde inguinal kanal yoluyla karın ön duvarını geçerek skrotuma iner. Testis gebeliğin yedinci ayından sonra inguinal kanalı geçmiş ve doğumdan hemen önce de gelişimini tamamlamış halde skrotumdaki yerini alır (8-9). Androjenler, gubernakulum, epididim, epidermal büyüme faktörü, desendin, kalsitonin genle ilişkili peptid (CGRP), genitofemoral sinir ve karın içi basıncının inguinoskrotal inişte rol oynadığı ileri sürülmektedir (10-12).
TESTİSİN ANATOMİSİ
Erişkin bir erkeğin testisi 4x3.5x3 cm boyutlarındadır. Testisler ovoid şekilli gonadlardır. Her birinin hacmi 30 ml kadardır. Testisin anterolateral 2/3 bölümü serbest iken, posterolateral yüzü epididim, bağ dokusu ve damarlarla örtülüdür. “Mediastinum testis” olarak isimlendirilen kranioposterior kısmından, seminal taşıyıcılar çıkar (13).
Testis, tunika albuginea adı verilen kompakt bağ dokusu ile çevrelenmiştir. Bu tabaka; fibroblastlar ve kollajenden yoğun bir yapıdadır. Tunika albuginea’nın altında nispeten daha gevşek bağ dokusu yapısında, tunika vaskulosa adı verilen damarsal bir tabaka yer alır. Tunika albuginea testisin arkasında kalınlaşarak mediastinum testisi oluşturur. Burada tunika albugineanın iç yüzünden çıkan fibröz septalar testisi yaklaşık 250 adet, piramit biçimli lobüllere ayırır. Herbir lobülün içinde bir ile dört arasında değişen sayıda kıvrımlı seminifer tübül bulunur. Seminifer tübüller ise rete testis diye isimlendirilen kanal ağına açılırlar. Tunika albuginea’nın üzerinde peritonun uzantısı olan tunika vaginalis yer almaktadır. Tunika vaginalis iki yapraklıdır. Anteriorda, testise yakın olan ve epididimi çevreleyen kısmına viseral tabaka, daha dışta yer alan kısmına ise paryetal tabaka adı verilir. Bunların da dışında sırasıyla, “fascia spermatica interna”, “musculus cremaster”, “fascia spermatica externa”, tunika dartos ve cilt yer alır (14).
Spermatik kord; duktus deferens, duktus deferensin arter ve veni, testiküler arter, “plexus pampiniformis”, “plexus deferentialis”, “processus vaginalis peritonei”, “musculus cremaster”, “arteria cremasterica”, “vena cremasterica”, lenf damarları, ilioinguinal sinir ve genitofemoral
sinirin genital dallarından oluşur. Tüm bu oluşumlar birbirine gevşek bir bağ dokusuyla bağlanmış ve dıştan kas lifleri ile “fascia spermatica externa”, “fascia cremasterica”, “fascia spermatica interna” adı verilen zarlarla sarılmıştır (14).
Testisin ana damarı aortanın ön yüzünden ve böbrek arterinin yaklaşık iki-üç cm altından çıkan testiküler arterdir. Bu damar iç kasık halkasına kadar retroperitoneumda ilerleyip spermatik kord yapıları arasına katılır. Tek veya dallara ayrılan testiküler arter, testis arka yüzüne ulaşarak oblik biçimde tunika albugineayı geçer. Sonra ana dallar bölünerek ilerler ve seminifer tübüller arasında yer alan interlobüler arteriolleri oluşturur. Ana damar testiküler arter olmasına karşın, kremasterik, vazal ve epididimal arterlerle testiküler arter arasında birçok anastomoz görülebilmektedir.
Testisin venöz drenajı kapiler ile başlar ve testis dışında “plexus pampiniformis”i meydana getirirler. Çoğunlukla iç kasık halkası seviyesinde bu venler birleşerek testiküler veni oluştururlar. Sağ testiküler ven, sağ böbrek veninin dört-beş cm kadar altından vena kava inferiora, sol testiküler ven ise sol böbrek venine açılır.
Testisin innervasyonu asıl olarak sempatik postganglionik ve viseral afferent sinirlerle olmaktadır. Sinirler genelde damarları takip ederek testise ulaşırlar. Tunika albuginea dışında dallara ayrılan sinirler interstisyuma kan damarları ile birlikte ulaşırlar.
Testis lenfatikleri, seminifer tübüller etrafında görülmeyen lenfatik kapilerlerle interlobüler septadan başlar. Daha sonra spermatik kordu takip ederek paraaortik, interaortokaval ve perikaval lenf düğümlerine açılırlar (13,14).
TESTİSİN HİSTOLOJİSİ
İnterstisyel Doku
Testis dokusunun %25-30’unu oluşturur. İntertübüler bölgede Leydig hücreleri, kan damarları, lenfatikler, sinirler, makrofajlar ve mast hücreleri bulunur. Leydig hücreleri ergenlikte ortaya çıkarlar. Bunlar, santral konumlu, tek, yuvarlak bir çekirdeğe sahip, görevi testosteron üretimi olan hücrelerdir. Testosteron, kolesterolden sentezlenen, sekonder seks karakterlerinin gelişmesinden sorumlu erkeklik hormonudur. Testosteron salgılanması lüteinizan hormon kontrolündedir. Plazmada testosteronun %65’i androjen bağlayıcı protein olarak adlandırılan bir beta globuline, %33’ü ise albumine bağlı olarak bulunur (15).
Spermatogenez; hipofizden salgılanan folikül stimulan hormon ile lüteinizan hormonun testis üzerindeki etkileriyle ilişkilidir. Lüteinizan hormon, Leydig hücrelerine olan etkisiyle normal spermatogenik hücrelerin gelişimi için gerekli testosteron yapımını uyarır. Folikül stimulan hormon ise Sertoli hücrelerini etkileyerek adenilat siklazı ve sonuçta siklik adenozin monofosfat artışını uyarır. Böylece androjen bağlayıcı protein sentezi ve salgısı artar. Androjen bağlayıcı protein
testosteronu bağlayarak seminifer tübül lümenine taşır. Spermatogenez testosteron ile uyarılır, östrojen ya da progesteronla inhibe edilir (15,16).
Seminifer Tübüller
Testisin herbir lobülü birbirleri arasında ilişkileri olan bir-dört kadar seminifer tübül içerir. Bunlar, dışta miyoid hücreleri de içeren bağ dokunun çevrelediği, belirgin bir bazal membran ile interstisyumdan ayrılırlar. Seminifer tübüller yaklaşık 30-70 cm uzunlukta olup Sertoli hücreleri ile germ hücrelerini içerirler. Erişkin testisindeki Sertoli hücreleri, bölünme yeteneği olmayan, seminifer tübülün bazal kısmından lümene doğru uzanan destek hücreleridir. Seminifer tübüllerin hücresel yapısının %10-15’ini oluştururlar. Çekirdekleri düzensiz şekilli ve oldukça büklümlüdür. Sertoli hücreleri, belirgin nükleolusları ile germ hücre elemanlarından ayrılır. Puberte çağında Sertoli hücreleri arasında sıkı bağlantı kompleksleri oluşur. Kan testis bariyerini oluşturan bu kompleksler, kandan gelen maddelerin lümen içerisine geçişini önler. Fagositoz kapasiteleri dışında bu hücreler; spermatogenezin düzenlenmesinde rol alan androjen bağlayıcı protein, transferrin, büyüme hormonu, seruloplazmin ve inhibin gibi pek çok maddenin sentezini de yaparlar (15).
Germ hücreleri insanda olgunlaşmasını 64 günde tamamlayan ve çoğalabilen hücrelerdir. Bazal membrana oturan spermatogoniumların bir kısmı (spermatogonium A) kök hücreleri oluştururken, bir kısmı da (spermatogonium B) mitoz ile bölünerek lümene doğru göç ederler ve primer spermatositlere dönüşürler. Bunlar mayoz bölünme ile sekonder spermatositleri oluştururlar. Sekonder spermatositler ikinci bir mayoz bölünme daha geçirerek haploid spermatidlere dönüşürler. Haploid spermatidler ise olgunlaşarak, spermatozoonları oluştururlar (7).
TESTİS TORSİYONU
Testis torsiyonu, spermatik kord yapılarının kendi ekseni etrafında dönmesi sonucu testis kan akımının bozulmasıdır. Klinikte testis torsiyonları 360 ile 720 derece arasında görülmektedir. Tedavi edilmezse testis dokusunda nekroz gelişir (1,17).
Testis torsiyonu sıklığı 25 yaş altındaki erkekler için 1:4000 kadardır. Geç çocukluk ya da erken adolesan döneminde daha fazla görülür. Ancak antenatal ve yenidoğan dönemlerinde de oluşabilmektedir. Sıklık 13-16 yaş civarında en üst düzeye ulaşır. Bilateral testis torsiyonu, olguların %2’sinde bildirilmiştir (17,18). Torsiyonun sebebi genellikle bilinmemekte, fakat çeşitli hazırlayıcı etkenlerden söz edilmektedir. Pubertede testis volümünün beş, altı kat artışı, torsiyonun bu dönemde daha fazla görülmesine neden olmaktadır. Travma ya da aşırı egzersiz, torsiyonu başlatan bir etken olabilir. Yine kremaster veya dartos kaslarının kasılması da torsiyonu başlatabilir. Çevre ısısının 2°C’nin altına düştüğü ortamlarda torsiyonun daha sık görüldüğü bildirilmiştir (19). Sol testis daha uzun bir spermatik korda sahip olduğundan sağ testise oranla iki defa daha sık torsiyone olur. İnmemiş ve retraktil testislerde torsiyon olasılığı artmıştır (20). Testis torsiyonu iki tiptir (Şekil 1).
Şekil 1. Testis torsiyonu tipleri; A: Ekstravaginal, B: İntravaginal (1). Ekstravaginal Testis Torsiyonu
Perinatal dönemde görülen torsiyon tipidir. Bu dönemde testisin skrotuma inişi ile testiküler fiksasyon tamamlanamamış olduğundan torsiyon meydana gelebilir. İntrauterin torsiyonlar “vanishing testis” sendromundan sorumlu tutulmaktadır. Asemptomatik seyrettiğinden sıklığı tam olarak bilinmemektedir. Ekstravaginal testis torsiyonları genellikle testiküler atrofi ile sonuçlanır. Bu olgularda da erken cerrahi girişim ve kontralateral testisin fiksasyonu önerilmektedir (17).
Testis torsiyonunda kritik zaman dilimi ilk altı saattir. Bu dönemde testisin kurtarılma oranı %85-97’dir. 6-12 saatte bu oran %55-85 ve 12-24 saat arasında %20-80 iken 24 saatten sonra %10’un altına inmektedir (21).
İntravaginal Testis Torsiyonu
Çoğunlukla ergenlik öncesi dönemdeki erkek çocuklarında görülür. “Bell-clapper (zil tokmağı) deformitesi” adı verilen anatomik yapı bozukluğunun intravaginal testis torsiyonuna sebep olabileceği ileri sürülmüştür. Bu malformasyonda periton testise normalde olması gereken yerden daha yukarıda yapışmaktadır. Sonuçta testis daha transvers pozisyonda, serbest bir biçimde tunika vaginalis içinde asılı durmakta ve kolaylıkla torsiyone olmaktadır. Sıklıkla kremasterin kasılması spermatik kordu kısaltarak torsiyonu başlatır. Torsiyonun devam etmesi testis ve epididimdeki konjesyonu artırır (1,17).
Ani başlangıçlı ve ciddi bir skrotal ağrı torsiyon için özgün bir bulgudur. Skrotal ağrı kasığa ve aynı taraf karın alt kadranına yayılır. Olguların dörtte birinde ağrıya bulantı, kusma gibi diğer sindirim sistemi şikayetleri eşlik edebilir. Bazı hastalarda skrotal travma ya da skrotumu ilgilendiren başka bir hastalık öyküsü vardır (17,18). Fizik bakıda testis büyük, hassas ve skrotumun üst kısmına
horizontal yerleşmiş halde bulunur. Skrotumda ödem, eritem ile ipsilateral tarafta kremasterik refleksin kaybolduğu görülür. Testis ve epididim eklentilerinin torsiyonu ayırıcı tanıda düşünülmelidir. Appendiks testis torsiyonunda skrotumda mavi nokta işareti mevcuttur ve skrotum içerisinde mobil, hassas, sert bir nodül ele gelir. Pollakiüri, disüri gibi üriner sistem semptomları olması ve idrar tahlilinde piyüri görülmesi epididimitisi destekler (17,21). Torsiyon düşünülen olgularda yapılacak ultrasonografi, ilk saatlerden itibaren büyümüş ve hipoekojen testisi gösterir. Tanıda yardımcı olabilecek güvenilir diğer tetkikler, renkli doppler ultrasonografi ile testis sintigrafisidir. Technetium-99m ile radyoizotop görüntülemede karakteristik olarak testiste izotop
tutulumunun olmadığı görülür. İnflamatuar yanıtın göstergesi olarak, tutulum olmayan bölgenin etrafında halka şeklinde skrotal perfüzyonun varlığı, gecikmiş torsiyonu işaret eder. Doppler ile normal kan akımı ve etkilenen tarafta artmış perfüzyon epididimitis ve bazen de appendiks testis torsiyonu ile uyumlu olabilir. Tedavisi detorsiyondur. Önce narkotik analjezikler yardımıyla manuel detorsiyon denenebilir (1,17,21,22). Semptomların başlangıcından sonraki ilk 6-12 saat arasında yapılacak detorsiyon testisi kurtarabilir. Daha uzun süren torsiyonlarda oluşan ağır hasar, karşı testisi de etkileyebileceğinden orşiektomi gerekebilir. Bell-clapper deformitesi sıklıkla bilateral göründüğü için bu hastaların cerrahisinde rutin kontralateral eksplorasyon ve testiküler fiksasyon önerilmektedir (17,23).
İSKEMİ VE REPERFÜZYON HASARI
İskemi, dokunun oksijen ve yaşam için gerekli diğer maddelere olan ihtiyacı ile sunumu arasındaki dengesizlik halidir. Ayrıca iskemi sürecinde, ortaya çıkan metabolitlerin uzaklaştırılmasında da sorun meydana gelir (24).
Akut Hücre Zedelenmesinin Nedenleri
Akut hücre zedelenmesi, uyarana karşı oluşur ve hücre morfolojisinde değişimler meydana getirir. İskemide aktive olan SOR lipid peroksidasyonuna ve hücre hasarlanmasına neden olur (Şekil 2). Akut iskemiyi izleyen olaylar şu şekilde gelişir (25).
Radyasyon İltihap Oksijen toksisitesi Kimyasallar
İskemi
(Hipoksi) Aktive oksijen türevleri (O2., H2O2, OH.)
HÜCRE ZEDELENMESİ Şekil 2. Akut hücre zedelenmesi nedenleri (24).
Geri Dönüşümlü Zedelenme
a. Hipoksi, hücre hasarı ve ölümününün en sık nedenlerinden biridir. Hipokside, hücre içi oksijen azlığı nedeniyle aerobik solunum aksar ve mitokondrideki oksidatif fosforilasyon engellenir. Adenozin trifosfat (ATP) üretimi azalır ya da tamamen sona erer. ATP kaybı sonucu ATPaz aktivitesi de azalır. Bu, hücre zarında bulunan aktif sodyum pompası yetersizliği ve beraberinde hücre içinde sodyum birikimi sonucunu doğurur. Hücre içi potasyum dışarı atılır. Ardından su hücre içine girer ve hücresel şişme meydana gelir. Hücresel şişmenin bir diğer nedeni ise katabolitlerin birikimidir (24,25).
b. Hücrenin enerji metabolizması bu süreç içerisinde glikoza bağımlı hale gelir. Glikojen depoları hızla azalır. Glikoliz, laktik asit ve fosfat türevlerinin hidrolizi ile inorganik fosfatların birikimine, bu ise hücre içi pH’yı düşürerek asidoza neden olur.
c. Sonrasında granüllü endoplazmik retikulumdan ribozomlar ayrılır ve polizomlar monozomlara parçalanarak protein sentezi azalır. Hipoksi devam ederse membran geçirgenliği artar ve mitokondri fonksiyonları yavaşlar. Bu sırada mitokondriler normal, hafif yoğunlaşmış ya da şişmiş, endoplazmik retikulum ise genişlemiş olarak görülür. Sonuçta hücre belirgin biçimde şişer. Buraya kadar olan olaylar geri dönebilir değişikliklerdir. İskemi bu andan sonra da devam ederse, geri dönüşümsüz hücre zedelenmesi başlar.
Hücre hasarının yapısal değişiklikleri, bazı kritik biyokimyasal sistemlerin bozulmasından sonra görünür hale gelir. Hücre şişmesi geri dönüşümlü bir hasardır ve dakikalar içinde görülebilir. Hücre ölümünün, örneğin miyokard bulguları tam iskemiden 10-12 saat sonrasına kadar ışık mikroskobu ile görülmez. Geri dönüşümsüz hasar bugünkü bilgilerimize göre ilk 20-60 dakika içinde oluşur (25).
Geri Dönüşümsüz Zedelenme
Geri dönüşümsüz hücre zedelenmesinde mitokondri ve kristalarda aşırı vakuolizasyon ile plazma zarında aşırı zedelenme vardır. Hasarlanmış ve ileri derecede geçirgenleşmiş zarlardan hücre için gerekli yaşamsal elemanların kaybolduğu görülür. Hücre içi pH’nın düşmesi, lizozom zarlarının zedelenmesi ve beraberinde enzimlerin sitoplazmaya geçerek asit hidrolazları aktiflemesi sonucu, çekirdek ve sitoplazma yapıları sindirilir.
Hücre zedelenmesinde en önemli basamak kuşkusuz membran zedelenmesidir. Hücre membran zedelenmesinde altı neden suçlanmaktadır.
1. Mitokondri fonksiyon bozukluğu,
2. Membran fosfolipidlerinin giderek artan kaybı, 3. Hücre iskeletindeki değişimler,
6. Hücre içi aminoasidlerin kaybı.
Membran zedelenmesi, hücreler arası mesafeden hücre içine doğru kalsiyum (Ca+2) tutulumuna neden olur. Reoksijenasyondan sonra mitokondri tarafından tutulan Ca+2 hücresel
enzimleri inhibe ve proteinleri denature eder. Sonuçta koagülasyon nekrozuna özgü hücresel değişimler meydana gelir.
İskemi sonrasında dokuda dolaşımın yeniden başlaması, reperfüzyon olarak adlandırılmaktadır. İskemi sonucunda artan SOR kan akımı düzeldikten sonra reperfüzyon zedelenmesine yol açar. Reperfüzyon oluşmazsa, öldürücü iskemik zedelenme gelişir fakat toksik SOR oluşmaz. Reperfüzyon sırasında iskemik alanda toplanan nötrofil ve trombositlerin aktivasyonu, hücre içi Ca+2 birikimi ile mikrovasküler hasarın dokudaki zedelenmenin nedeni olduğu
bilinmektedir. Toksik oksijen türevlerinin büyük ölçüde iskemik alanda toplanan polimorf nüveli lökositler tarafından yapıldığı düşünülmektedir (24-26).
Reperfüzyon Hasarının Patofizyolojisi 1. Serbest oksijen radikalleri.
2. Nötrofiller: İskemi sonrasında damar endotelinin hasar görmesi ile nötrofil ve trombosit aktivasyonu meydana gelmektedir. Bunun yanısıra, iskemik alanda ortaya çıkan kemotaktik faktörlerden kompleman 3a ve kompleman 5a nötrofillerin bölgeye göç etmesine neden olur. İskemi-reperfüzyon alanına gelen nötrofiller, bu bölgede SOR üretir. Ortaya çıkan SOR antiproteazları inaktive eder. Sonuçta, lizozomlardan proteolitik enzimler salınarak hasar oluşur. Ayrıca nötrofiller de uyarılmaları sonucunda esnek yapılarını kaybederek mikrosirkülasyonda kalır ve embolizasyona neden olurlar (25,26).
3. Kalsiyum: Reperfüzyon sırasında hücre ve organelleri içinde aşırı Ca+2 birikimi ciddi
doku hasarı gelişiminin en önemli nedenidir. İskemide ortaya çıkan hücre membran hasarı ve gradient farkı nedeniyle Ca+2, hücre içine girer. Aynı zamanda iskemi-reperfüzyon sırasında,
özellikle SOR tarafından sodyum-potasyum pompasının bozulmasıyla artan hücre içi sodyum Ca+2’yı daha da artırır. Dışarıdan Ca+2 girişinin yanısıra, endoplazmik retikulum da iskemi-reperfüzyon hasarına bağlı membran zedelenmesi sonucu içerdiği Ca+2’yı sitoplazmaya bırakır.
Normal koşullarda hücre için yararlı olan Ca+2’nın reperfüzyon sonrasında hücre içinde aşırı miktarda birikmesi sonucu ortaya çıkan hasara kalsiyum paradoksu denilmektedir. Artan hücre içi Ca+2 konsantrasyonu ATPaz enziminin inaktivasyonuna neden olur. Böylelikle iskemide zaten
azalmış olan ATP depoları daha da boşalır. Hücrede litik ödevi olan birçok enzimin Ca+2 tarafından
aktive edilmesiyle hücre yıkımı başlar. Membran fosfolipidlerinin, aktive olan fosfolipaz tarafından parçalanması sonucu ise hücre bütünlüğü bozulur (Şekil 3).
İskemi Hipoksi ATP azalması Sitoplazmada Ca+2 azalması Endotel Lökosit Fosfolipaz aktivasyonu Proteaz aktivasyonu
Fosfolipid Fosfolipid parçalanması Hücre iskelet hasarı O2., H2O2, OH. artışı
reaçilasyonu/sentezi (Hücre şişmesiyle)
Lipid peroksidasyonu
Lipid Fosfolipid kaybı yıkım ürünleri
HÜCRE MEMBRAN HASARI Şekil 3. İskemide membran hasarı (26).
İskemi sonrasında endotel ve hücre zarı fonksiyonlarının bozulmasıyla hem hücre içinde, hem de hücre dışında ödem görülür. Endotel hücrelerinde şişme ile damar dışı boşluğa sızan sıvının neden olduğu bası sonucu kapiler damar lümeni daralır ve sonuçta reperfüzyon olsa da mikrosirkülasyonda ciddi yetersizlikler ortaya çıkar. Reperfüzyon ile iskemide bozulmuş mikrosirkülasyonun tam olarak düzeltilememesine “no-reflow olayı” denir. Dokuda ortaya çıkan ödemin yanısıra aktive olan nötrofil ve trombositlerin kapiler dolaşımda kalmaları bu tabloya katkıda bulunmaktadır (27).
SERBEST
RADİKALLER
Serbest radikaller, dış yörüngesinde tek, paylaşılmamış elektron taşıyan kimyasal ürünlerdir. Bu dengesiz durumun yarattığı enerji, organizmanın temel yapı taşları olan proteinler, karbohidratlar, lipidler ile inorganik kimyasallar gibi komşu moleküllerle olan tepkimeler sonucu açığa çıkar. Serbest radikaller, hücre membranları ve nükleik asidlerin yapısında yer alan anahtar moleküllerdir (Tablo 1).
Tablo 1. Serbest radikaller ve diğer reaktif oksijen bileşikleri (26-29). Serbest radikaller Radikal olmayan
reaktif O2 bileşikleri
SOR etkisi sonucu oluşan radikaller
Süperoksid (O2.)
Hidroksil (OH.) Hidroperoksil (HO2.)
Nitrik oksid (NO.)
Azot dioksid (NO2.)
Hidrojen peroksit (H2O2)
Singlet oksijen (1O2)
Hipokloröz asit (HOCl) Peroksinitrit (ONOO.)
Ozon (O3)
Lipid hidroperoksit (LOOH)
Karbon merkezli radikaller (R.)
Peroksil/Karboksil (ROO.) Alkoksil (RO.)
Thiyl radikaller (RS.)
Serbest Radikal Kaynakları
1. Biyolojik kaynaklar: a. Aktive olmuş fagositler,
b. Antineoplastikler (Nitrofurantoin, bleomisin, doksorubisin, adriamisin) ve ekzojen kimyasalların enzimatik yıkımı,
c. Radyant enerjinin emilimi (Ultraviole, X ışını), d. Alkol ve uyuşturucular,
e. Çevresel etkenler (Hava kirliliği yapan fotokimyasal maddeler, pestisid, sigara dumanı, solventler, anestezikler ve aromatik hidrokarbonlar),
f. Stres (Streste katekolaminler artar. Artan katekolaminlerin oksidasyonu sonucu serbest radikaller meydana gelir) (28).
2. Hücresel kaynaklar:
a. Normal metabolik olaylarda görülen oksidasyon-redüksiyon (redoks) reaksiyonları sırasında (Askorbat, thioller, hidrokinonlar, katekolaminler, flavin, tetrahidropterin ve antibiotikler),
b. Enzim ve proteinler (Ksantin oksidaz, triptofan dioksijenaz ve hemoglobin gibi), c. Mitokondrial elektron transport zinciri,
d. Endoplazmik retikulum ve nükleer membran elektron taşıma sistemleri (sitokrom p450, sitokrom b5 redüktaz),
e. Peroksizomlar (Oksidazlar ve flavoproteinler),
f. Plazma membranı (Lipooksijenaz, prostaglandin sentetaz, fagositlerde dihidro nikotinamid adenin dinükleotid fosfat oksidaz ve lipid peroksidasyonu),
Ayrıca değerlilikleri değiştiği için geçiş metalleri denilen bazı metaller, hücre içi reaksiyonlar ya da Fenton reaksiyonu sırasında yeri geldiğinde serbest elektronları alarak veya vererek serbest radikal oluşumunu katalizler (Şekil 4).
H2O2 + Fe+2 OH. + OH- + Fe+3
Şekil 4. Fenton reaksiyonu (29).
Reaksiyonun sonucunda demir, çok reaktif ve biyolojik sistemlerde hasara yol açan hidroksil radikali oluşumuna yol açar. Redoks tepkimelerinde de az miktarda toksik ara ürün (süperoksid, hidrojen peroksit ve hidroksil radikalleri) oluşmaktadır.
Birçok kimyasal biyolojik olarak aktif değildir ve reaktif toksik metabolitlere çevrilmelidir. Örneğin karbon merkezli radikallerden karbontetraklorür (CCl4) toksik etkisini, serbest radikal olan
CCl3’e dönüşümü sonrasında gösterir (25-30).
Lipid Peroksidasyonu
Serbest radikaller tarafından başlatılan ve zar yapısındaki çoklu doymamış yağ asitlerinin oksidasyonuna neden olan kimyasal olaya denir. Böylelikle membran lipid yapısı değişir, hücre yapı ve fonksiyonları bozulur. Lipid peroksidasyonu üç aşamada gerçekleşir: Başlangıç, zincir gelişimi ve sonlanma. Lipid peroksidasyonu, organizmada oluşan kuvvetli oksitleyici bir radikalin, zar yapısındaki çoklu doymamış yağ asidi zincirindeki α-metilen gruplarından hidrojen atomunu uzaklaştırmasıyla başlar. Burada asıl etkili radikalin hidroksil radikali olduğu düşünülmektedir. Bu şekilde oluşan lipid radikali dayanıksız bir bileşik olup bir dizi değişikliğe uğramaktadır. Lipid radikalinin moleküler oksijenle reaksiyona girmesiyle lipid peroksid radikalleri meydana gelmektedir. Lipid peroksid radikalleri de zar yapısındaki çoklu doymamış yağ asidlerini etkileyerek yeni lipid radikallerinin oluşumunu sağlamakta, kendileri de açığa çıkan hidrojen atomlarını alarak lipid hidroperoksitlerine (LOOH) dönüşmektedir (Şekil 5) (31-34).
Başlangıç I. + LH IL + L.
Zincir gelişimi L. + O
2 LOO.
LOO. + LH L. + LOOH
Sonlanma LOO. + LOO LOOOOL
LOOOOL Radikal olmayan ürünler, O2
I.: Başlangıç radikali, L.: Lipid radikali, LOO.:Peroksil radikali, LH: Lipid molekülü
Şekil 5. Lipid peroksidasyonu (31-33).
Lipid peroksidasyonu, lipid hidroperoksitlerinin aldehid ve diğer karbonil bileşiklerine dönüşmesiyle sona ermektedir. Bu bileşiklerden biri olan malondialdehid (MDA) miktarı,
tiyobarbitürik asid testiyle ölçülmekte ve yöntem lipid peroksid düzeylerinin saptanmasında sıklıkla kullanılmaktadır. MDA proteinlerin aminogruplarına, fosfolipidlere veya nükleik asidlere bağlanarak toksik etkisini gösterir (31-34).
ANTİOKSİDANLAR
Hücrede serbest radikalleri uzaklaştırmak için çok sayıda antioksidan savunma mekanizması mevcuttur. Serbest radikaller durağan değildirler. Genellikle kendiliğinden güçlerini kaybederler. Ayrıca birçok enzimatik ve nonenzimatik sistem serbest radikallerin inaktivasyonuna neden olur. Çoğu hücrede bulunan süperoksid dismutazların (SOD) katalitik etkisiyle radikallerin kaybı belirgin olarak hızlanır. Glutatyon peroksidaz gibi enzimler serbest radikallere karşı koruyucudur. Peroksizomlarda bulunan katalaz hidrojen peroksidi enzimatik olarak parçalar. Ayrıca sistein, glutatyon, seruloplazmin gibi sülfidriller ile A, C ve E vitaminleri serbest radikallerin oluşumunu engelleyen ya da onları inaktive eden endojen ve eksojen antioksidanlardandır (Tablo 2) (2,24-27,32).
Tablo 2. Başlıca antioksidanlar (26,27,32).
ENZİMLER YAĞDA ÇÖZÜNEN RADİKAL TUTUCULAR Süperoksid dismutaz
Katalaz
Glutatyon peroksidaz Glutatyon redüktaz Glutatyon transferaz
Glikoz 6 fosfat dehidrogenaz Sitokrom oksidaz E vitamini ß-karoten Bilirübin Ubiquinol Flavonoidler Melatonin
SUDA ÇÖZÜNEN RADİKAL TUTUCULAR METAL İYONLARI BAĞLAYAN PROTEİNLER İndirgenmiş glutatyon
C vitamini (Askorbik asid) Ürik asit Glukoz Sistein Mukus Taurin Sisteamin Ferritin Transferrin Haptoglobin Hemopeksin Seruloplazmin Albumin Laktoferrin
Memeli hücrelerde oksidanlara karşı savunmada beş mekanizma önemlidir: 1. Metal iyonlarının bağlanması ile toksik radikal oluşumunun önlenmesi, 2. Oluşan radikallerin toplanması ve bastırılması,
4. Hedef moleküllerin hasar sonrası tamiri, tamir edilemeyecek moleküllerin uzaklaştırılması,
5. Antioksidan kapasitenin artırılması.
Antioksidan bileşiklerin bir kısmı birkaç mekanizmayı birden kullanarak etkilerini göstermektedir. Toksik oksidanların oluşumunun önlenmesi için; organizmada oksidatif stres yapıcı nedenlerin ve risk faktörlerinin iyi belirlenmesi, bunlardan uzak durulması ve etkileriyle mücadele edilmesi ilk yapılması gerekenler olarak sıralanabilir (27,30,32).
ASETİLSİSTEİN
Asetilsistein (AS) hafif asetik kokulu, beyaz ve kristalize bir tozdur. Suda 1/5 ve alkolde 1/4 oranında çözünmektedir (35,36). Sudaki %1’lik solüsyonunun pH’sı 2.0-2.8 kadardır. Bazı metaller, lastik, oksijen ve oksidan maddelerle geçimsizdir. Amfoterisin, ampisilin sodyum, eritromisin laktobionat ve bir kısım tetrasiklinler ile fiziksel olarak geçimsiz ya da karışımlarında etkisizdir (35). Fizyolojik pH değerlerinde göreceli olarak durağandır (36). Kimyasal formülü C5H9NO3S olup
molekül ağırlığı 163.2’dir (35,36). AS, plazma ve dokularda; serbest, disülfid bağlarıyla proteinlere bağlı veya protein peptid zincirleri içerisinde bir durumda bulunabilir. Oral uygulanan AS hızla emilmekte, akciğer, karaciğer ve böbrek gibi dokularda hızla dağılmaktadır. AS barsak duvarı ile karaciğerde hızla ve fazla miktarda metabolize olmakta, bu ise ilacın yaklaşık %10 bir biyoyararlanımıyla sonuçlanmaktadır. AS metabolizmasının ana üriner atılım ürünü inorganik sülfattır (Şekil 6). Bu, uygulanan dozun %38’i kadardır. Az miktarda taurinin de idrarla atıldığı saptanmıştır (36,37). Renal klirens 0.19-0.21 L/kg/saat olarak bildirilmiştir. Tüm vücut klirensi 0.84 L/kg/saat ve son eliminasyon yarı ömrü 1.95 saattir (35,37).
NAS Doku ve plazma proteinleriyle labil disülfid kompleksleri N-asetilsistin N,N-diasetilsistin Sistein
Glutatyon İnorganik sülfitler Sistin Sisteik asit
İnorganik sülfatlar Protein zincirlerine katılım Taurin Safra asidi Safra asidi konjugatı Şekil 6. N-asetilsisteinin metabolizması (37,38).
Tedavide Kullanımı
Bir glutatyon prekürsör ve analoğu olan AS 40 yıldır tıpta kullanılmaktadır (Tablo 3). AS’ın sodyum tuzlu N-asetil türevinin (N-asetilsistein) klinik uygulamalarda kullanılabilir biçimde daha az irritan ve daha fazla durağan olduğu bildirilmiştir. Thiol grubu bir antioksidan olan NAS enzimatik olmayan bir biçimde serbest radikalleri bağlayarak ya da indirgeyerek ortadan kaldırır (39). N-asetilsistein tıpkı diğer thioller gibi hidroksil radikalini de başarıyla temizler (38).
Tablo 3. N-asetilsisteinin tedavide kullanımı (36-44).
• Akut solunumsal distres sendromu, amfizem, akut ve kronik bronşit gibi solunum yolu hastalıklarında
• Kanser tedavisinde kullanılan alkilleyici ajanların neden olduğu hemorajik sistit sağaltımında
• Temelinde oksidatif stres bulunan septik şok ve kardiovasküler sistem hastalıklarının sağaltımında (Angina, miyokard infarktüsü ve kalp yetmezliği) • Hidroksil ve singlet oksijen gibi reaktif oksijen türevlerinin temizleyici olarak hücrelerin oksidan strese karşı savunmasında
• Bazı ağır metaller, karbontetraklorür ve bir antineoplastik ilaç olan doksurubisin zehirlenmelerinde antidot olarak
• Parasetamol zehirlenmesinde antidot olarak
• Birçok kimyasalın karaciğerde detoksifikasyonunda
• Viral enfeksiyonlar ve HIV sağaltımında immunmodülatör amaçlı • Deneysel olarak deri fleplerinin korunmasında
• Askeri tıpta radyasyona karşı korunma amaçlı • Kistik fibrozis ve mekonyum ileusunda • Karın ağrısı ve subakut ileusun tedavisinde • Kuru göz sendromunun tedavisinde
GEREÇ VE YÖNTEMLER
Araştırma Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Yerel Etik Kurulu’nun 14.06.2002 tarih ve 08 sayılı oturumunda alınan karar doğrultusunda (Ek 1) Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Çocuk Cerrahisi Anabilim Dalı tarafından planlandı ve uygulandı. Çalışmanın deney aşaması Ekim 2004-Ocak 2005 tarihleri arasında Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Deney Hayvanları Araştırma Birimi’nde gerçekleştirildi. Bu birimde üretilen prepubertal, 26-30 günlük ve 70-100 g ağırlığında Wistar-Albino cinsi erkek sıçanlar kullanıldı. Denekler 22±1 oC ısıda, 12 saat karartılıp 12 saat
aydınlatılan ve %50-60 oranında nemlendirilen bir ortamda tutuldular. Deney gününe kadar sıçanların beslenmesinde standart pellet yem ile şehir içme suyu kullanıldı. Giderler için Trakya Üniversitesi Bilimsel Araştırma Projeleri kapsamında destek sağlandı (TÜBAP no: 547). Bu desteklerinden ötürü Araştırma Projeleri Komisyonuna teşekkür ederiz. Deney sonunda çıkartılan dokuların histopatolojisi Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Patoloji Anabilim Dalı, MDA değerleri ise Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Biyokimya Anabilim Dalı tarafından çalışıldı.
Hazırlık, Anestezi ve Cerrahi İşlemler
Cerrahi girişim öncesi deneklere 5-10 mg/kg dozunda xylazin (Rompun, Bayer-İstanbul) ve 50-70 mg/kg dozunda ketamin hidroklorür (Ketalar, Pfizer-İstanbul) kas içine uygulanarak genel anestezi sağlandı. Skrotum derisine %10’luk povidon iyot çözeltisi ile temizlik yapıldı. Deneklere skrotum orta hat üzerinde, iki cm uzunluğunda vertikal cilt ve cilt altı kesisi uygulandı. Skrotal boşlukta sağ testis tunika vaginalis ve spermatik kord ile birlikte gubernakulumdan künt disseksiyonla ayrılarak dışarıya alındı. Her işlem sonrasında testis dokusu skrotuma yerleştirilirken insizyon ılık ve ıslak gaz kompres ile kapatıldı.
Gruplar
İlk grup kontrol (K) grubuydu. Grupta beş denek yer alıyordu. Deneklere yukarıda bahsedilen cerrahi işlemler sonrasında bilateral orşiektomi uygulandı.
İkinci grup dokuz denekten oluşan iskemi (I) grubuydu. Bu gruptaki deneklerin sağ testisleri kord elemanlarıyla birlikte saat yönünde olacak şekilde 720o döndürülerek deneysel ekstravaginal testis torsiyonu modeli oluşturuldu. Torsiyone testis 6/0 propilen dikişlerle iki yerden skrotum iç yüzüne tespit edildi (Resim 1). Dört saatlik torsiyon süresi sonunda insizyon açılarak bilateral orşiektomi uygulandı.
Üçüncü grup dokuz deneğin yer aldığı iskemi-reperfüzyon modeli oluşturulan (IR) gruptu. Bu gruptaki deneklerin sağ testisleri kord elemanlarıyla birlikte saat yönünde olacak şekilde 720o
döndürülerek deneysel ekstravaginal testis torsiyonu modeli oluşturuldu. Torsiyone testis 6/0 propilen dikişlerle skrotum iç yüzüne tespit edildi. Dört saatlik torsiyon süresi sonunda detorsiyon gerçekleştirildi. Testis yeniden skrotum içine yerleştirildi ve dört saatlik reperfüzyon sonucunda deneklere bilateral orşiektomi yapıldı.
Dördüncü grup iskemi-reperfüzyon modeli oluşturulup NAS uygulaması yapılan (NAS) gruptu. Bu gruptaki dokuz denekte IR grubundan farklı olarak detorsiyon öncesi ilaç uygulaması yapıldı. Deneklerin kuyruk veninden 100 mg/kg dozunda N-asetilsistein (Asist, Bilim-İstanbul) dört saatlik torsiyon süresi sona ermeden 15 dakika önce uygulandı (Resim 2). Daha sonra detorsiyon gerçekleştirildi (Resim 3 ve 4). Testis tekrar skrotum içine yerleştirildi. Bu işlemden dört saat sonra deneklere bilateral orşiektomi uygulandı (Tablo 4). Cerrahi işlemler sonunda tüm gruplardaki denekler servikal dislokasyon ile öldürüldüler.
Tablo 4. Gruplara yapılan işlemler ve ilaç uygulamaları.
GRUPLAR İŞLEM İLAÇ
1.Grup (Kontrol) - -
2. Grup (İskemi) Sağ testis torsiyonu (dört saat) - 3.Grup
(İskemi-reperfüzyon)
Sağ testis torsiyonu (dört saat), detorsiyon ve dört saat bekleme
-
4.Grup (NAS) Sağ testis torsiyonu (dört saat), detorsiyon ve dört saat bekleme
Detorsiyondan 15 dk önce IV 100 mg/kg NAS
Histopatolojik
İnceleme
Histopatolojik inceleme için ayrılan doku parçaları %10’luk formaldehit çözeltisi içerisinde fikse edilerek Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Patoloji Anabilim Dalı’na gönderildi. Tespit sonrası
takip işlemleri yapılan örnekler parafinle bloklandı. Kalınlığı dört mikron olan standart kesitler Hematoksilen-Eosin (HE) ile boyanarak mikroskopik inceleme için hazırlandı.
Tüm preparatlar aynı patoloji uzmanınca, Cosentino ve ark (45) tarafından 1986’da yapılan sınıflamaya uygun olarak ışık mikroskobunda (Nikon E600-Japonya) incelendi (Tablo 5). Elde edilen veriler önceden hazırlanan bir forma işlendi.
Tablo 5. Histopatolojik değerlendirme (45). EVRE BULGU
1 Düzenli sıralı germ hücreleri ile birlikte normal testis dokusu
2 Daha az düzenli germ hücreleri, düzensiz yakınlaşmış seminifer tübüller
3 Düzensiz germ hücreleri, küçülmüş piknotik çekirdek ve sınırları bozulmuş seminifer tübüller
4 Düzensiz, koagülasyon nekrozu oluşmuş germ hücreleri ile dolu seminifer tübüller
Biyokimyasal
İnceleme
Biyokimyasal değerlendirme için lipid peroksidasyonu ürünü olan malondialdehid (MDA) düzeyi araştırıldı. Bunun için çıkartılan testisler enine iki parçaya ayrıldı. Ağırlıkları 0.10-0.22 g olan doku parçaları serum fizyolojik ile birkaç kere yıkanıp kurutma kağıdı ile iyice kurutulduktan sonra ependorff tüplerine konularak inceleme gününe kadar –85oC de saklandı. Tüm örneklemeler sona
erdiğinde dokular dondurucudan alınıp çözülmesi beklendikten sonra otomatik doku homojenizatörü (Heidolph DIAX900-Almanya) ile homojenize edildi. Doku MDA düzeyi 1979 yılında Ohkawa ve ark (34), tarafından tanımlanan yöntemle Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Biyokimya Anabilim Dalı’nda çalışıldı. Sonuçlar Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Biyofizik Anabilim Dalı’ndaki spektrofotometrede (Shimadzu UV1208-Japonya) nmol/ml/g protein olarak okunup önceden hazırlanan veri formuna işlendi.
İstatistiksel İnceleme
Verilerin değerlendirilmesi Trakya Üniversitesi Tıp Fakültesi Dekanlığı Bilgi İşlem Merkezinde bulunan S0064 Minitab Release 13 (lisans numarası wcp 1331.00197) programı ile yapıldı. Biyokimyasal sonuçlar gruplar arasında Kruskal-Wallis varyans analizi ile değerlendirildi. Fark, p değeri 0.05’den küçük olduğunda anlamlı kabul edildi. Anlamlı fark bulunan gruplar arasındaki karşılaştırmalar için Mann-Whitney U testi kullanıldı.
Resim 1. Torsiyone testis skrotum iç yüzüne prolenle tespit edilmiş halde görülmektedir.
Resim 3. Longitudinal eksende ve saat yönünde 720˚ torsiyone sağ testisin detorsiyonu görülmektedir.
BULGULAR
Deney sırasında denek kaybı olmadı. Torsiyon süresi içinde, cerrahi uygulanan testislerin tamamında iskeminin makroskopik sonuçları olan ödem ve venöz staza bağlı renk değişikliği gözlendi. Alınan doku örneklerinden elde edilen MDA verileri ile histopatolojik değerlendirmeler hazırlanan formlara kaydedildi.
Histopatoloji
Tüm grupların testis hasarlarına göre değerlendirilmesine ait sayısal sonuçlar Tablo 6’da görülmektedir. Kontrol grubundaki testislerin tümünde seminifer tübül yapıları normal olarak izlendi (Resim 5). İnterstisyumda hafif ödem dışında bir bulguya rastlanmadı. Bu gruptaki tüm testisler evre 1 olarak değerlendirildi. Diğer grupların torsiyone testislerinde evre 2 ve 3 olarak değerlendirilen doku hasarları tespit edildi. İskemi grubunda torsiyone testislerin altısında evre 3 ve üçünde evre 2 hasar bulundu. İskemi-reperfüzyon grubunda torsiyone tarafta testislerin ikisinde evre 3 ve yedisinde evre 2 hasar olduğu görüldü. NAS grubunda torsiyone testislerin dördü evre 3 ve beşi evre 2 hasarlıydı. Evre 2 hasarlanmada interstisyel ödem daha belirgindi. Seminifer tübüllerde germ hücrelerinin bir kısmının lümene döküldüğü ve böylece germ hücre diziliminin bozulduğu izlendi. Bu evrede bazı kesitlerde vasküler konjesyon görülmekle birlikte belirgin hemorajiye rastlanmadı. Nekrotik ya da piknotik hücre izlenmedi (Resim 6 ve 7). Evre 3 hasarlanması olan olgularda ise interstisyel ödem ve hemoraji belirgindi. Ayrıca seminifer tübüllerde şekil bozuklukları, germ hücrelerinin dizilişinde anormallikler ile piknotik çekirdekli spermatositler de izlendi (Resim 8 ve 9).
Torsiyone testislerde meydana gelen değişiklikler arasında ödem ve germ hücrelerinin seminifer tübül lümenine dökülmesi önemli yer tutmaktaydı. İskemi grubundaki torsiyone testislere ait kesitlerin interstisyumunda vasküler konjesyon ve hemoraji görüldü. Ayrıca iskemi grubunda çok sayıda piknotik çekirdekli germ hücresi izlendi. Yine bu grupta ödemin oldukça belirgin olduğu gözlendi. İskemi-reperfüzyon grubunda ise germ hücrelerinde azalma dikkati çekmekteydi (Tablo 6).
Tablo 6. Testis histopatolojik skorlarının gruplardaki deneklere dağılımı.
GRUPLAR Evre 1 Evre 2 Evre 3 Evre 4*
1. Grup (Kontrol) 10 - - - Torsiyone - 3 6 - 2. Grup (İskemi) Kontralateral 6 3 - - Torsiyone - 7 2 - 3. Grup (İskemi-reperfüzyon) Kontralateral 6 3 - - Torsiyone - 5 4 - 4. Grup (NAS) Kontralateral 6 3 - -
*: Hiçbir preparatta Evre 4 hasarlanma görülmedi.
Kontrol grubu dışındaki grupların kontralateral testisleri incelendiğinde ise sadece evre 1 ve 2 hasarların oluştuğu görüldü. Her üç grupta testislerin altısında histopatoloji tamemen normal olarak değerlendirilirken üç testiste interstisyel ödem ile nadiren germ hücrelerinin lümene döküldüğü izlendi.
Resim 5. Normal testis histolojisi görülmektedir (Evre 1). Sp:Spermatosit, L: Lümen, Sg: Spermatogonia, LH: Leydig hücresi, S: Sertoli hücresi, In: İnterstisyum. (HE,
Resim 6. Evre 2 testis histolojisinde düzenleri hafif bozulmuş germ hücreleri ile birlikte interstisyumda vasküler konjesyon görülmektedir. L: Lümen, K: Vasküler konjesyon. (HE, X200)
Resim 7. İnterstisyel ödem ile birlikte bir kısım (
*
) germ hücresinin lümen içine döküldüğüResim 8. Belirgin interstisyel hemoraji ile daha fazla sayıda germ hücresinin lümen içine döküldüğü Evre 3 testis hasarı görülmekte. In: İnterstisyum, H: İnterstisyel
hemoraji.
*
: Piknotik nüveli germ hücreleri. (HE, X100)Resim 9. Evre 3 testis hasarında seminifer tübül ve interstisyum yapıları görülmekte. ST: Seminifer tübüller, TA: Tunika albuginea, H: İnterstisyel hemoraji, V: Vasküler
Malondialdehid
Deney sonrası elde edilen MDA sonuçları istatistiksel olarak değerlendirildi. Gruplar birbirleri ile önce torsiyone, sonra kontralateral testis olmak üzere karşılaştırıldı. Gruplara göre tanımlayıcı MDA değerleri Tablo 7’de sunuldu.
Tablo 7. Gruplara ait malondialdehid değerleri.
Kruskal Wallis varyans analizi, p=0.05. NAS: N-asetilsistein.
İlk grup olan kontrol grubunda MDA ortalaması 1.62 ve standart hata 0.10 olarak bulundu. İskemi grubunda ortalama MDA ve standart hata değeri torsiyone testisler için 6.42±1.18, kontralateral testisler için ise 2.92±0.31 olarak bulundu. İskemi-reperfüzyon üçüncü gruptu. Bu grubun MDA ortalama±standart hata değeri torsiyone testislerde 4.90±0.41, kontralateral tarafta 3.29±0.38 idi. Son olarak NAS uygulaması yapılan iskemi-reperfüzyon grubunda ortalama MDA ve standart hata değerleri torsiyone ve kontralateral testisler için sırasıyla 4.05±0.37 ve 2.62±0.38 olarak saptandı (Şekil 7 ve 8).
Çalışmamızda torsiyone testis MDA düzeylerinin tüm gruplarda kontrol grubundan anlamlı derecede yüksek olduğu saptandı. İkili karşılaştırmalarda NAS ile iskemi-reperfüzyon grupları arasında istatistiksel bir fark görülmedi (p>0.05). NAS ve iskemi grubu arasında anlamlı bir fark saptanırken (p<0.05), iskemi-reperfüzyon grubuna ait değerlerin iskemi grubundan istatistiksel anlamda farklı olmadığı (p>0.05) görüldü. Kontralateral testise ait MDA değerlerinin tüm gruplarda kontrol grubu ile kıyaslandığında anlamlı şekilde yüksek olduğu görüldü (p<0.05). Kontralateral tarafta torsiyon uygulanan üç grup arasında istatistiksel olarak anlamlı bir fark saptanmadı (p>0.05). Torsiyon uygulanan tüm gruplarda, her iki tarafın testis doku MDA değerleri arasında anlamlı farklılık olduğu görüldü (p<0.05) (Şekil 7 ve 8).
Malondialdehid GRUPLAR
Sağ testis Sol testis
1.Grup Ortanca (Kontrol) Minimum Maksimum Ortalama±standart hata 1,55100 1,226 2,229 1.62±0.10 2.Grup Ortanca (İskemi) Minimum Maksimum Ortalama±standart hata 5,009 3,186 13,766 6.42±1.18 2,575 1,885 5,014 2.92±0.31 3.Grup Ortanca (İskemi- Minimum reperfüzyon) Maksimum Ortalama±standart hata 5,194 3,007 6,883 4.90±0.41 3,074 1,863 5,009 3.29±0.38 4.Grup Ortanca (NAS) Minimum Maksimum Ortalama±standart hata 3,81 3,215 6,911 4.05±0.37 2,248 1,113 4,750 2.62±0.38
Gruplar
Kontrol İskemi İskemi-reperfüzyon NASMDA (
nmo
l/
ml
/g
pro
te
in)
8 7 6 5 4 3 2 1 0Şekil 7. Torsiyone testis gruplarına ait malondialdehid değerlerinin dağılımı görülmektedir.
Gruplar
Kontrol İskemi İskemi-reperfüzyon NASMDA
(nmol/m
l/g protein)
8 7 6 5 4 3 2 1 0Şekil 8. Kontralateral testis grupları malondialdehid değerlerinin dağılımı görülmektedir.
TARTIŞMA
Skrotumda ani başlayan ağrı ve şişlik ile acil servise başvuran her erkek çocukta testis torsiyonu akla gelmelidir. Testis torsiyonu doku hipoksisine ve germinal hücre nekrozu ile fertilitede azalma ya da infertiliteye neden olur. Deneysel çalışmalarda arteryel tıkanıkta iki saat, venöz tıkanıklıkta ise altı saat içinde testis nekrozu geliştiği gösterilmiştir (46). Bulguların ortaya çıkması sonrasında ilk 12 saat içinde tedavi edilmeyen olgularda testisin kaybı söz konusu olabilmektedir (18). Ayrıca tek taraflı testis torsiyonu sonrası karşı testiste de ciddi hasarlanma olduğu bildirilmektedir (47).
Puberte öncesi sıklıkla intravaginal testis torsiyonu görülür (46,48). Torsiyon akut olarak ve testisin longitudinal aksı boyunca oluşur. Heindel ve ark (49) 360˚ torsiyonun bir değişikliğe yol açmadığını, 720˚ ve fazlasının fertilitede azalmaya neden olduğunu ileri sürmüşlerdir. Sıçanlarda deneysel ekstravaginal torsiyon modelinde süre ile hasarlanma derecesinin birbirleriyle ilişkili olduğu ve hasarlanma için en az 540˚ torsiyon gerektiği bildirilmiştir (50). Turner ve ark (51) deneysel çalışmalarında longitudinal aksı boyunca testise 180˚, 360˚ ve 720˚ torsiyon uygulamışlardır. Torsiyone testis sırasıyla bir, iki ve dört saat sonra detorsiyone edilmiştir. Sonuçta 360˚ ve bir saatlik torsiyonun yalnızca akut vasküler değişimlere yol açtığı, 720˚ ve dört saatlik torsiyonun ise tam iskemiyle sonuçlandığı bildirilmiştir. Diğer bazı araştırmacılar da bu örneğe uygun olarak deneysel torsiyon modelini testisi saat yönünde ve 720˚ çevirerek oluşturmuşlardır (18,50,51). Torsiyon 1080˚ üzerinde ise arteryal akım da bozulmaktadır (49). Biz de deneysel modelimizi oluştururken amacımıza uygun standart bir torsiyon modeli yaratmaya çalıştık. Testis torsiyonu puberte öncesi sık görüldüğü için bu yaş grubuna uyan ve seksüel reprodüksiyon kapasitesi olmayan 26-30 günlük sıçanlar kullandık. Bu nedenle deneklerin testislerini saat yönünde ve longitudinal eksende iki tam tur çevirerek deneysel testis torsiyonu modeli oluşturduk.
Testiküler kan akımı ve iskeminin memeli testis histolojisindeki değişimlerini konu alan geniş kapsamlı ilk çalışma 1949’da Harrison ve ark (52) tarafından yapılmıştır. Araştırmacılar ratlarda bir saat süren testis torsiyonunda spermatogenik bozulmanın ilk olarak seminifer
tübüllerdeki Sertoli hücrelerinde olduğunu göstermişlerdir. Buna karşın 1969’da Steinberger ve Tjioe (53) bu değişimleri ancak iki saatlik iskemi sonrasında izleyebilmişlerdir. Cosentino ve ark (54) ise değişik sürelerde torsiyon sonrası testisleri incelediklerinde en ciddi değişimleri üç saat ve sonrasında bulmuşlardır. Testis kan akımının sürekliliği fertilite için mutlak gereklidir. Deneysel testis torsiyonu merkezi kan basıncında anlamlı değişime neden olmadan testis kan akımını azaltır. Bu ise germ hücresinde apoptoz, testis atrofisi ve spermatogenezin bozulmasıyla sonuçlanır (55). Tek taraflı ve kısa süreli testis torsiyonu, karşı taraf kan akımını azaltmaktadır. Dört saatten daha uzun süren torsiyonu takibeden detorsiyondan 24 saat sonra dahi ipsilateral testislerdeki kan akımı tam olarak düzelememektedir (55,56). Bununla birlikte sekiz saatlik torsiyon sonrasında kan akımının tamamen düzeldiğini bildiren yazarlar da vardır (57). Torsiyonun düzeltilmesinden beş dakika kadar sonra kan akımı torsiyon öncesi değerin %70’ine ulaşmaktadır (58). Deneyde amacımız torsiyone testislerde bir uygulama gerçekleştirmeden önce kabul edilebilir bir iskemi yaratmaktı. Aynı zamanda testiste geri dönüşümsüz hasar gelişmeden torsiyonun ve deneyin sonlandırılması gerekiyordu. Bu nedenle çalışmada iskemi süresi dört saat olarak uygulandı.
Histopatolojik değerlendirme Cosentino ve ark’nın (45) tarif ettiği sınıflamaya göre yapılmıştır. Bu sınıflamada evre 1 normal testis histopatolojisini göstermektedir. Çalışmamızda kontrol grubu deneklerin testislerinin tümü evre 1 iken torsiyone testis dokularının histopatolojik değerlendirmesinde evre 2 ve 3 hasarların görülmesi deneyde torsiyon modelinin başarılmış olduğunun göstergesi olarak kabul edilebilir. Deney sonunda torsiyon uygulanan testislerin tamamının makroskopisinde hemorajiye bağlı renk değişimleri izlenmiştir. Dolaşımdaki ani değişimler nedeniyle ödem ve vasküler konjesyon da erken dönemde görülmüştür. Bunun nedeni başlangıçta testis torsiyonunun venleri oklude ederken arterlerin buna eşlik etmemesi ve son olarak da ortaya çıkan ödem ile testiste yaygın iskemi veya hemorajik infarkt olabilir. Çalışmamızda testis doku hasarının sayısal dağılımında gruplar arasında herhangi bir fark gözlenmedi. Hiçbir grupta evre 4 hasarlanma tespit edilmedi.
Tek taraflı testis torsiyonu sonrası azalan karşı testis kan akımı reaktif oksijen türevlerinin aşırı üretimi ve doku hasarıyla sonuçlanmaktadır (56,59). Testis torsiyonunda karşı testis hasarı hakkında birçok çalışma yapılmıştır. Bu konudaki en yaygın teori iskemi-reperfüzyon teorisidir. İskemi reperfüzyon hasarı karaciğer, kalp, bağırsak, böbrek ve akciğer gibi organlarda gösterilmiştir (60-62). Testis torsiyonu da iskemi-reperfüzyon formunda bir hasarlanmadır. Testis torsiyonu sırasında ilk hasar iskemi ve doku hipoksisine bağlı olarak gelişir. Bu süreçte önce iskemik dokularda akut dönemde görülen vasküler yanıt gerçekleşir. Damar geçirgenliği artar ve buna paralel ekstravazasyon ile ödem belirginleşir. İskemik dokuda oksidatif metabolizma yerini hipoksik metabolizmaya bırakır. Testiste hasar oluşumu diğer organlar gibi sadece iskeminin uzunluğuna bağlı değildir. Reperfüzyon süresi de hasarda önemli rol oynar. Zaten asıl tartışma ve ilgi konusu da detorsiyonu takiben oluşan hasardır. Saba ve ark (63) reperfüzyon süresinin karşı taraf dokunun
hasarlanmasının göstergesi olduğunu bildirmişlerdir. Yapılan diğer çalışmalarda da dokulardaki hasarın reperfüzyon süresiyle doğru orantılı olduğu saptanmıştır (64-66).
Azalmış karşı taraf kan akımı tek taraflı testis torsiyonunda karakteristiktir ve günler sonra normale döner (57). Tek taraflı testis torsiyonu sonrası her iki testiküler arterde azalan kan akımının uzun dönem sonuçları testis fonksiyonu ve fertiliteyi etkilemektedir (67,68). Nagler (69), Saba (63), Tanyel (56), Cerasara (70) ve Krarup (71) karşı testisin tek taraflı testis torsiyonundan etkilendiğini, buna karşın Becker ile Turner (72), Turner (55), Akgür (73,74) ve Gürdal (75) ise bu işlemin karşı testiste bir değişime yol açmadığını belirtmişlerdir. Hatta Turner karşı testiste görülen hasarın ancak skrotumdan yapılan cerrahi girişim sonucu skrotal ödem ve inflamasyona sekonder bir artefakt olabileceğini belirtmiştir. Cosentino ve ark (45) ise değişik süreler için uygulanan deneysel testis torsiyonu modelinde, torsiyon süresi ne olursa olsun detorsiyondan altı hafta sonrasında karşı testiste ciddi dejenerasyonlar görüldüğünü bildirilmişlerdir.
İskemi ya da hipoksiye maruz kalan doku ve hücreler bu duruma artmış damar geçirgenliğiyle birlikte hücre içi ve dışında ödem ile cevap verirler. Testis damar geçirgenliği bir saat torsiyon ve 24 saatlik reperfüzyon sonunda artmaktadır (55). Bir gün süren reperfüzyon sonunda toksik aldehit, hidroperoksid ve peroksilipid düzeyleri, artmış damar geçirgenliği ve antioksidan miktarındaki azalmaya bağlı olarak yükselmekte, bu ise germ hücrelerinde ölüme kadar giden yıkıma yol açmaktadır. Sonunda hücre apoptozu ya da nekroz gelişmektedir (60,61). Krarup (71), Nagler (69), Barkley ve York (76) tek taraflı testis torsiyonunda karşı testisin ortalama tübül çapında ve spermatogenezde azalma olduğunu bildirmişlerdir. McCord ve ark (77) yaptıkları klinik çalışmalarda uzamış torsiyon sonrası hastalardan alınan testis biopsilerinde hipoksik ve iskemik süreçler sonunda karşı testis kan akımında yavaşlama ve mikrovasküler tıkanma ile karakterize vasküler hasarı göstermişlerdir. Hadziselimovic ve ark (78) testis torsiyonu nedeniyle başvuran 38 prepubertal ve adolesan erkek çocuğundan alınan testis biopsilerinde karşı testisin de etkilenmiş olduğunu belirtmişlerdir. Bununla uyumlu olarak Tanyel (56) ve Çiftçi (79)’de tek taraflı testis torsiyonunun karşı taraf testis kan akımını azalttığı ve karşı taraf testiste doku hipoksisinin biyokimyasal göstergelerini artırdığını ortaya koymuşlardır. Bu yayınlarda karşı taraftaki değişimin iskemi ile değil detorsiyon sonrası reperfüzyon hasarıyla ilgili ve histopatoloji ile uyumlu olduğu gösterilmiştir. İskemi sonrası değişimlerin tümü açıklanmak istendiğinde en azından karşı testiste hasarın ancak uzun süren reperfüzyon sonucu oluşabileceği söylenebilir (57).
Çalışmamızda torsiyone testislerde genellikle interstisyel hemoraji ve vasküler konjesyon görülmüşken ışık mikroskopisinde karşı testislerin çoğu normal olarak izlenmiştir. Torsiyone testislerin az bir kısmında dejenere seminifer tübüller ve piknotik çekirdekli germ hücreleri dikkati çekmiştir. Kontralateral testislerin üçte birinin interstisyumlarında vasküler konjesyon ve ödem gözlenmiştir.
Karşı testis hasarı konusunda iskemi-reperfüzyon teorisinden başka otoimmunizasyon, akrozomal enzimelerin salınımı, torsiyon sırasında bozulmuş nöroendokrin ya da vazomotor cevap
üzerinde durulmuştur (57,69,80). Puri ve ark (81) prepubertal hastaları konu aldıkları klinik çalışmada ağır nekroz saptanan fakat az da olsa testiküler fonksiyon göstermesi umuduyla skrotumda bırakılan testisleri puberte sonrası muayene ettiklerinde detorsiyone testislerde ağır atrofi görmüşlerdir. Sperm incelemeleri ilginç olarak normal bulunmuş ve evli olanların hepsinin baba olduğu bildirilmiştir. Sonuçta puberte öncesi ve sonrası durumlarda farklı mekanizmaların işlediği ve prepubertal dönemdeki testis torsiyonlarında kontralateral testis üzerinde otoimmun yolla hasar meydana gelmediği fikri savunulmuştur. Cosentino ve ark (54) antisperm antikorların karşı testis hasarından sorumlu olduğunu, Cerasaro ve ark (70) ise dokuda artmış sitotoksik antitestis antikorlarının bulunduğunu vurgulamışlardır. Heindel ve ark (49) karşı testis hasarının hücresel ve humoral immunite ile ilgili olduğunu belirtmişlerdir. Karagüzel ve ark (82) karşı taraf testis hasarına sempatik aktivitenin neden olabileceğini öne sürmüşlerdir. Testis torsiyonundan başka inkarsere inguinal herni, vas deferens obstruksiyonu ve varikosel gibi yalnızca bir testisi etkileyen olayların karşı testiste de hasarlanmaya yol açtığı ileri sürülmektedir. Stres altında, testis yoluyla sempatik refeksin aktive olması karşı testis hasarlanmasında etkili bulunmuştur. Deneysel tek taraflı testis torsiyonunda kimyasal sempatektomi uygulamasının karşı taraf testis dokusunda laktik asit ve hipoksantin seviyelerini yükseltmesi ve histolojik iyileşme sağlaması bu teoriye iyi bir örnektir (82).
Serbest radikaller güçlü reaktif özellikleri olan moleküllerdir. Hücrenin savunma mekanizmaları ile ortadan kaldırılamazlarsa hücre hasarıyla sonuçlanan bir dizi reaksiyonu başlatırlar (26). Memeli testisleri serbest radikallerin oksidatif hasarına karşı çok hassastır (83). Reperfüzyonla ATP yıkım ürünü hipoksantin oksijen sayesinde ve ksantin oksidaz varlığında ürik aside dönüşür. Bu dönüşüm sırasında ciddi miktarda SOR oluşur. SOR hücre membranındaki lipidlerle reaksiyona girerek lipid peroksidleri oluşturmakta, bunlar da membran geçirgenliğinde değişim yaratmaktadır. SOR oluşumu mikrovasküler disfonksiyonun patogenezinde önemli rol oynayabilir. Yine oluşan serbest radikaller mikrosirkülasyonu durdurarak dolaylı hasara sebep olabilir (59). Tüm bunlar reperfüzyon hasarı olarak adlandırılmaktadır. Doku lipid peroksid içeriği iskemi reperfüzyonun en önemli belirtecidir (2,61). Doku lipid peroksid içeriği çeşitli yöntemlerle ölçülmektedir. Çalışmamızda reperfüzyon hasarını lipid peroksidasyon ürünleri ile değerlendirmek amacıyla etkinliği birçok yayında ortaya konmuş önemli bir belirteç olan MDA düzeyleri araştırıldı (27,31,34,58,84,85).
Çalışmamızda torsiyone testis MDA düzeylerinin tüm gruplarda kontrol grubundan anlamlı derecede yüksek olduğu saptandı. İkili karşılaştırmalarda NAS ile iskemi-reperfüzyon grupları arasında istatistiksel bir fark görülmedi (p>0.05). NAS ve iskemi grubu arasında anlamlı bir fark saptanırken (p<0.05), iskemi-reperfüzyon grubuna ait değerlerin iskemi grubundan istatistiksel anlamda farklı olmadığı (p>0.05) görüldü. Kontralateral testise ait MDA değerlerinin tüm gruplarda kontrol grubu ile kıyaslandığında anlamlı şekilde yüksek olduğu görüldü (p<0.05). Kontralateral tarafta torsiyon uygulanan üç grup arasında istatistiksel olarak anlamlı bir fark saptanmadı (p>0.05).
farklılık olduğu görüldü (p<0.05). Torsiyone testis dokusuna ait MDA değerlerinin kontrol grubu dışındaki tüm gruplarda istatistiksel olarak anlamlı şekilde artması torsiyon modeli ile testislerde iskemi reperfüzyon hasarı oluşturulduğunun bir göstergesi olarak kabul edilebilir. Bu artış torsiyone tarafta kontrol değerinin üç-dört katı kadardır. Torsiyone testislerdeki kadar olmasa da kontralateral testis MDA değerlerinin kontrol grubuyla kıyaslandığında istatistiksel olarak anlamlı şekilde arttığı izlendi. Bu sonuç testis torsiyonunda iskemi-reperfüzyon hasarının her iki testisi de etkilediği fikrini desteklemektedir.
Doku aşırı SOR üretiminden kaynaklanan oksidatif stresin etkilerini antioksidan savunma mekanizmaları ile gidermeye çalışır. Antioksidanlar serbest radikallere etki ederek onları değiştirir, aktivitesini azaltır veya yok ederler. Radikal oluşumunu önleyerek ya da oluşan radikali temizleyerek reperfüzyon hasarını azaltan bu maddeler klinik ve deneysel ortamlarda kullanılmaktadır (4,69). Deneysel modellerde çeşitli dokularda birçok antioksidan madde çalışılmıştır. Nitrik oksit sentaz inhibitörleri ve SOR temizleyicilerinin değişik dokularda ortaya çıkan iskemi-reperfüzyon hasarını önlediği gösterilmiştir (57). Benzer şekilde deneysel tek taraflı testis torsiyonu modelinde SOD, katalaz ve allopurinol uygulamasının reperfüzyon hasarını önlemede yararlı olduğu bildirilmiştir (85). Bu çalışmada SOD’un karşı testis doku hasarını engellediği de gösterilmiştir. Orhan ve ark (86) çalışmalarında trombosit aktive edici faktör antagonisti olan “Ginkgo biloba”nın altı saat devam ettirilen testis torsiyonunda ortaya çıkan doku hasarını azalttığını vurgulamışlardır. Vazoaktif intestinal peptid uygulamasının testiküler dokuyu detorsiyon hasarından koruduğu ileri sürülmüştür (87). Antitombosit ajan “triozolopyrimidine” trombosit kökenli büyüme faktörü (PDGF) reseptörlerinin yarışmalı inhibitörüdür. Bu ajan torsiyon sonrasında testis dokusuna ait histolojik parametrelerde düzelme sağlamıştır (88). Flavanoidler ve çinko aspartatın testisi SOR hasarından kurtarabileceği bildirilmiştir (89,90). Ayrıca kafeik asit fenetil ester ve surfaktanın deneysel iskemi-reperfüzyon modelinde testis hasarını azalttığı gösterilmiştir (91,92). Hiperbarik oksijen tedavisi henüz etki alanının sınırları tam olarak belirlenememiş bir tedavi yöntemidir. Son yıllarda deneysel iskemi-reperfüzyon hasarı modellerinde tek başına ya da diğer ajanlarla birlikte kullanıldığında başarılı sonuçlar elde edilmiştir (84,93,94).
Tüm bu sayılanlara karşın yapılan diğer deneysel çalışmalarda antioksidan özelliği olduğu bilinen allopurinol, metilen mavisi ve E vitamininin oluşan testis doku hasarını azaltmada etkinliğinin olmadığı bildirilmiştir (3,95,96).
N-asetilsistein sülfidril grup vericisi ve serbest radikal temizleyicisi thiol grubu güçlü bir antioksidandır. NAS, reaktif oksijen türevlerini temizleyen glutatyonun prekürsörü olarak hücre içi glutatyon depolarının yeniden artmasını sağlar ve bu şekilde hücre koruyucu bir etki gösterir (32,97). N-asetilsistein kendi başına bile güçlü antioksidan özellik gösteren, birçok dokuda yararlı etkileri olduğu bulunmuş, son yıllarda güncelliğini hiç yitirmeyen ve hala oldukça fazla araştırmacı tarafından incelenen bir ilaçtır. Thiol grubu ve düşük molekül ağırlıklı bir antioksidan olan NAS, hücreleri oksidatif hasardan ya hidroksil radikaline, hidrojen peroksid ve hipoklorik aside hücre
dışında direkt antioksidan olarak etkiyerek, ya da hücre içi ve hücre dışındaki SOR’a karşı savunmada önemli bir rol üstlenen glutatyonun sitoplazmadaki rezervini artırarak korur (39,43,98). Ayrıca bir sülfidril grubu vericisi olan NAS’ın nitrik oksitin oksidasyonunu önleyip yarı ömrünü uzatarak etkisini artırdığı da düşünülmüştür (39,99). N-asetilsistein birçok dokuda çalışılmıştır. Literatürde testis dokusu iskemi-reperfüzyon hasarında NAS kullanımı konusunda bilinen bir çalışma bulunmamaktadır. Testis dokusundaki NAS’ın dağılımı ve biyoyararlanımı hakkında bir araştırmaya da rastlanmamıştır. Detorsiyon öncesi IV NAS uygulanması yaptığımız çalışmamızda NAS’ın her iki taraftaki testis MDA değerlerinde azalmaya neden olduğu fakat bu azalmanın istatistiksel olarak anlamlı olmadığı bulunmuştur. Düşük dozlarda ve devamlı NAS infüzyonunun SOR hasarını önlemede etkili, buna karşın yüksek dozlarının tam tersi olarak zararlı olduğunu bildirilmiştir (100). Oluşturulan beyin, akciğer, ekstremite, karaciğer, bağırsak ve böbrek dokularına ait deneysel iskemi-reperfüzyon modellerinde, meydana gelen doku hasarını önlemede NAS etkili bulunmuştur (91,101-105). Byrka-Owczarek ve ark (99) ise bağırsakta NAS’ın etkinliğinin zayıf olduğunu belirtmişlerdir. Karaciğerin sıcak ya da soğuk iskemisinin etkilerinin azaltılmasında NAS genellikle etkili görülürken Chavez ve ark (39) deneysel karaciğer iskemisi sonrası reperfüzyon hasarını önlemede NAS’ı etkisiz bulmuşlardır. Montero ve ark (106) NAS’ın karaciğer reperfüzyon hasarında hiçbir yararı olmadığını bildirmişlerdir. Yine Mojžiš ve ark (107) NAS’ın iskemi-reperfüzyon temelinde oluşan mide mukozası hasarını daha da artırdığını ortaya koymuşlardır. Sayılan çalışmalarda NAS’ın veriliş şekli konusu ve dozu konusunda fikir birliği olmadığı görülmektedir. N-asetilsistein intraperitoneal, IV ya da devamlı IV infüzyon şeklinde uygulanabilir. Doz olarak ise genellikle 100-150 mg/kg tercih edilmiştir. Şimdiye kadar NAS’ın tüm dokularda çalışılmaması ve NAS uygulamalarının sonuçları hakkında hala ortak bir görüşün bulunmaması konu hakkında daha uzun ve değişik araştırmaların yapılması zorunluluğunu ortaya koymaktadır. Farklı dozlarda ve değişik yollardan NAS uygulanması sonrasında ilacın doku düzeylerine bakılarak testis dokusundaki biyoyararlanımı ve etkinliği konusunda yeni bilgilere ulaşılabileceği düşüncesindeyiz.
Torsiyona uğramayan testislerde MDA düzeyinde artma olmasına rağmen histopatolojik değişimlerin anlamlı olmaması, karşı testis kan akımı azalmasının histolojik hasar yaratmayacak derecede olmasına ve iskemi ya da reperfüzyon süresinin kısalığına bağlı olabilir. Çeşitli yayınlarda da bununla uyumlu olarak karşı tarafta ışık mikroskopisine ait değişimlerin ancak dört saatten daha uzun süren torsiyon sonrasında görüldüğü ve hasarın reperfüzyon süresi ile doğru orantılı biçimde arttığı bildirilmektedir (57,73,85,108). Karşı testis dokusunda ışık mikroskopisi düzeyinde histopatolojik değişimlerin ortaya çıkabilmesi için reperfüzyonun en azından bir gün boyunca devam ettirilmesinin gerekli olduğu düşüncesindeyiz. Ayrıca dokuların elektron mikroskopu ile incelenmesi de reperfüzyon hasarınının etkilerini ve NAS’ın neden olduğu ultrastrüktürel değişimleri ortaya koyması bakımından yararlı olabilir. Tek taraflı testis torsiyonu oluşturduğumuz deneysel çalışmamızın sonunda IV NAS uygulamasının ortaya çıkan iskemi-reperfüzyon hasarı üzerinde
Tek taraflı testis torsiyonu her iki testiste de oksidatif strese ve iskemi-reperfüzyon süresine göre geri dönüşümlü ya da dönüşümsüz oksidatif hasara neden olabilir. Nguyen ve ark (80) tek taraflı testis torsiyonu sonrası hastaların %25’inde infertilite geliştiğini bildirmişlerdir. Deneysel testis iskemi-reperfüzyon modelinde genel kanı iskemik dönemin 4-6 saatten uzun sürmesinin kalıcı doku hasarıyla sonuçlanacağıdır. Buna karşın Anderson ve ark (109) insanlardaki kalıcı doku hasarının 12 saatlik iskemiden sonra görüldüğünü ve bu süreden önce müdahale edilebilen tek taraflı testis torsiyonlarında her iki testisin de korunması gerektiğini belirtmişlerdir. Erken cerrahi detorsiyonla fertilite korunur. Uzun süren torsiyonlarda ipsilateral tarafın yerinde bırakılması diğer testisin bütünlüğü ve işlevi yönünden risk teşkil edebilir (57).
Antioksidan savunma mekanizmalarının bilinmesi ve insan testisinde oksidatif strese bağlı hasarın oluşumunun iyi anlaşılması, klinik ortamda cerrahiye yardımcı yeni antioksidan tedavi seçeneklerinin geliştirilmesi bakımından önemlidir.
SONUÇLAR
Tek taraflı testis torsiyonu uygulanan gruplarda her iki testis doku MDA düzeyleri yükselmiştir. Bu durum her iki testiste de işlem sonrası serbest radikallerin oluştuğunu ve MDA’nın iskemi reperfüzyon hasarının iyi bir göstergesi olduğunu ortaya koymuştur.
Torsiyon işlemi uygulanan üç grupta, ipsilateral testis doku MDA değerlerindeki artışın kontrol değerinin üç-dört katı kadar olduğu (p<0.05), karşı testise ait MDA değerlerinin de tüm gruplarda kontrol grubu ile kıyaslandığında yine anlamlı şekilde yüksek olduğu görülmüştür (p<0.05). Bu sonuç testis torsiyonunda karşı testis doku hasarını biyokimyasal açıdan ortaya koyması bakımından önemlidir.
Bu çalışmada özellikle torsiyona uğrayan testislerin seminifer tübül ve interstisyum yapılarında hasarlanma görülmüştür. Buna karşın karşı testiste anlamlı histopatolojik bir değişim oluşmamıştır. Bu bulgu reperfüzyon süresinin kısalığına ya da değişimlerin ışık mikroskopisinde görülemeyecek düzeyde olmasına bağlanabilir.
Oluşturduğumuz deneysel testis torsiyonu modelinde testis dokusu hasarlanması üzerinde NAS’ın olumlu ya da olumsuz bir etkisi olmamıştır. Testis torsiyonunun düzeltilmesi sonrasında karşı testiste meydana gelen reperfüzyon hasarını azaltmada NAS biyokimyasal ve histopatolojik düzeyde etkili bulunmamıştır. İskemi-reperfüzyon süresi ile NAS’ın uygulama şekli sonuçları etkilemiş olabileceğinden klinikte kullanımı açısından daha ileri çalışmalara ihtiyaç vardır.
