O experimento foi conduzido na Universidade Federal de Viçosa, Viçosa-MG, localizada à latitude de 20°45’14” sul, longitude 42°52’55” oeste e 650 metros de altitude, nos anos de 2014 e 2015.
Sementes de duas variedades comerciais de maxixe, Maxixe liso de Calcutá proveniente da empresa Feltrin e Maxixe do Norte adquirido da empresa Isla, foram utilizadas para a aquisição das mudas. A semeadura foi feita em bandeja de poliestireno contendo substrato comercial. Após 26 dias da semeadura foi realizado o transplantio para canteiros de 10 x 1 m, com espaçamento de 2,5 m entre plantas. Antes do transplante foi realizado o preparo dos canteiros, preenchidos com terra de barranco e a adubação do solo feita de acordo com o recomendado para a cultura do pepino (MODOLO, 2003a), com base na análise do solo.
As mudas foram conduzidas no modo rasteiro. O controle fitossanitário foi realizado preventivamente e ao longo do desenvolvimento, quando necessário. O sistema de irrigação foi por gotejamento.
Durante o período de florescimento, flores femininas foram identificadas com fitas de diferentes cores, logo após a abertura floral, para controle do desenvolvimento do fruto (Figura 1).
Os frutos de maxixe foram colhidos quando atingiram 12 dias após a antese, determinado em experimento anterior. A ação do etileno nos frutos deve ser avaliada nesse período, como feito em frutos de pepino (HURR et al., 2009), já que a comercialização é realizada com frutos ainda imaturos.
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A B
Figura 1. Flor feminina de maxixe, variedade com espículos (A) e variedade sem
espículos (B), marcadas com linha amarela para controle do desenvolvimento do fruto. No laboratório, os frutos foram colocados em baldes, de 20 L, devidamente numerados, para receberem os tratamentos:
T1- Controle (sem aplicação de etileno) T2- 0,1 µL/L
T3- 1 µL/L T4- 10 µL/L T5- 100 µL/L T6- 1000 µL/L
Os baldes foram fechados com tampas de vidro que possuíam orifícios de borracha adaptados para proceder a aplicação das diferentes concentrações de etileno. As tampas foram vedadas com glicerina e pesos foram colocados sobre as mesmas, de forma que o etileno injetado pelo orifício permanecesse em contato com os frutos, não havendo troca de gás do interior do balde com o ambiente externo. Para circulação do ar no interior dos baldes, foi realizada homogeneização com uma seringa de 20 mL através do orifício, três vezes ao dia. Os baldes foram cobertos com pano preto para que não tivessem interferência da luz na degradação da clorofila. Os frutos permaneceram nos baldes vedados por 48 horas. Após este período os baldes foram abertos e os frutos colocados sobre bancada, em condições do ambiente.
44 Avaliações da perda de massa fresca, vitamina C, clorofila total, carotenoides, açúcares solúveis totais, açúcares redutores, açúcares não redutores e amido foram realizadas nos dias 0, 2, 4, 6, 8 e 10, após exposição às condições ambientais.
2.1.1. Perda de massa fresca acumulada
Para avaliar a perda de massa fresca foi feito a pesagem dos frutos no dia da instalação do experimento (tempo 0) e nos tempos 2, 4, 5, 7 e 8 dias. Os resultados foram expressos em porcentagem de perda de massa fresca, como se segue:
PMF = 100 – [(MFf * 100) / MFi], em que:
PMF = perda de massa fresca acumulada (%);
MFf = massa fresca final (g), no último dia da análise;
MFi = massa fresca inicial (g), no dia da instalação do experimento.
2.1.2. Teor de Vitamina C
O teor de vitamina C foi determinado segundo técnica recomendada pelo Instituto Adolfo Lutz (1985). Inicialmente, foi preparada a Solução de Tillmans (2,6 diclofenol-indofenol (DFI) a 0,02 %), a solução de ácido oxálico 0,5% (V/V) e a solução padrão de ácido ascórbico (AA) 50 µg/mL utilizada para padronizar a Solução de Tillmans.
A massa fresca extraída (5 g) foi triturada em politron com solução ácida. Em seguida, a mistura foi filtrada em compressas de gaze hidrófila CREMER, passando o filtrado para um erlenmeyer de 250 mL, procedendo-se a titulação com a solução de Tillmans até se observar a mudança de coloração. O reagente é reduzido de azul a incolor e em meio ácido, torna-se róseo. A concentração de vitamina C foi calculada pela equação:
V x F x 100 / A = mg de ácido ascórbico por 100 mL da amostra, em que: V= volume da solução de Tillmans necessário para atingir a coloração róseo (L); F= fator da solução de Tillmans;
A= mL da amostra utilizada.
Posteriormente, os valores foram transformado em mg de ácido ascórbico por 100 g de fruto.
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2.1.3. Teor de Clorofila total
O teor de clorofila total foi determinado de acordo com Lichtenthaler (1987). Para isso, foram retirados 2 g de cascas bem finas dos frutos. Após serem pesadas, foram maceradas em almofariz em câmara escura, com 7 mL de acetona 80% (V/V) e uma alíquota de areia lavada. O extrato foi filtrado com papel filtro em balões volumétricos envolvidos com papel alumínio para proteção contra a luminosidade. Após filtração do macerado, o volume de extrato cetônico foi completado em um balão de 25 mL. As absorbâncias do extrato cetônico foram lidas em espectrofotômetro, nos comprimentos de onda a 646,8 e 663,2 nm. O teor de clorofila expresso em mg/L no extrato cetônico foi calculado pela fórmula:
Clorofila = 7,15 x A663,2 + 18,71 x A646,8
2.1.4. Carotenóides Totais
O teor de carotenoides totais foi determinado de acordo com Lichtenthaler (1987), utilizando o mesmo extrato preparado para a determinação de clorofila, sendo as leituras de absorbâncias realizadas em 470,0 nm. A concentração foi estimada de acordo com a seguinte equação:
Carotenoides totais = (1000 x A470 – 1,82 x Ca – 85,02 x Cb) /198 = mg/L
2.1.5. Teores de açúcares solúveis totais
Extração: Aproximadamente 5 g de cada amostra foram pesados, e sobre eles vertidos etanol 80% a 65 °C. As amostras foram maceradas em etanol 80 % e centrifugadas, seguida de filtragem em balão volumétrico de 50 mL. Esse processo foi realizado por três vezes e o volume final dos balões foi completado para 25 mL. O resíduo retido em papel filtro foi seco em estufa a 65 °C, por 24 h, e armazenado em dessecador para posterior determinação do amido. O extrato alcoólico foi armazenado, sob refrigeração, em vidros vedados, para a quantificação dos açúcares solúveis totais e redutores.
46 Quantificação: A quantificação dos açúcares solúveis totais (AST) foi realizada segundo o método Fenol-sulfúrico (DUBOIS et al., 1956). Inicialmente, foi preparada uma solução de sacarose 1% para realização da curva padrão. Sempre em duplicata, 250 µL das amostras foram pipetadas em tubo de ensaio e adicionados 250 µL de Fenol 5%, seguidos de agitação em vortex. Aos tubos foram adicionados 1,25 mL de ácido sulfúrico concentrado e agitados novamente. Após banho-maria à temperatura de 30 °C, por 20 min, os tubos foram novamente agitados e postos em temperatura ambiente, por 30 min, e realizada a leitura em λ = 490 nm, em espectrofotômetro. A partir da absorbância foram realizados os cálculos com as devidas correções das diluições e o resultado expresso em % AST.
A quantificação dos açúcares redutores (AR) foi feita segundo a metodologia de Somogy-Nelson (NELSON, 1944). Com solução de glicose 1% foi obtida a curva padrão. Sempre em duplicata, 200 µL do extrato alcoólico foi transferido para micro tubos, em seguida foram adicionados 200 µL do reagente de Nelson 4. Os micro tubos foram agitados e incubados, por 15 minutos, em água fervente. Após resfriar em água, adicionou-se 200 µL da solução arsenomolíbdica, com posterior agitação dos micro tubos. Posteriormente foram adicionados 600 µL de água deionizada e novamente agitados. As leituras no espectrofotômetro foram realizadas a 540 nm e os resultados expressos em % de AR.
Os açúcares não redutores (ANR) foram estimados subtraindo-se o teor de açúcares redutores do teor de açúcares solúveis totais e expressos em % ANR.
2.1.6. Teor de amido
Do resíduo proveniente da extração dos açúcares solúveis totais, foi determinado o teor de amido mediante metodologia descrita por McCREADY et al. (1950). O amido seco a 65 °C, por 24 h, foi pesado e macerado em cadinho. Depois de vertidos em tubo de centrifuga foram adicionados 2,5 mL de água deionizada e 3,25 mL de ácido perclórico 52% (v/v), agitados e deixados em repouso, por 30 min, seguindo-se de centrifugação a 2000 g, por 15 minutos, e o sobrenadante coletado em proveta de 25 mL. Esse procedimento foi realizado por 3 vezes. O precipitado foi descartado e o
47 volume final completado com água deionizada. O extrato ficou armazenado em geladeira até o momento da quantificação. O resultado foi expresso em % de amido.
2.1.7. Delineamento experimental
O delineamento experimental foi em blocos casualizados, em esquema de parcelas subdivididas, tendo-se nas parcelas os seis tratamentos (doses de etileno) e nas subparcelas os seis dias de observações. O experimento foi composto de quatro repetições e a unidade experimental constituída por cada fruto de maxixe. Os dados foram analisados por meio de análise de variância e regressão. Para a escolha do modelo de regressão baseou-se na significância dos coeficientes de regressão utilizando-se o teste t ao nível de 5% de probabilidade, no coeficiente de determinação (R2 = SQReg / SQtrat) e no comportamento biológico em estudo.