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2.3. VIDEO OVER IP ĐLE GÖRÜNTÜ HĐZMETLERĐ
abastecimento mais estável aos mercados consumidores, assim como contribui para a maior estabilidade dos preços dos produtos (LAZZARINI & JAQUETI, 1984).
Durante a etapa do processo de armazenamento não se pode melhorar a qualidade dos grãos armazenados, apenas consegue‐se, no máximo, mantê‐las. Entretanto, não adianta obter produtos de alta qualidade se não houver um adequado armazenamento.
Um armazenamento adequado e seguro dos grãos evita perdas e preserva a qualidade. Os fatores de qualidade a serem observados dependem do uso final do grão (ALVES et al., 2001).
A qualidade do feijão pode ser afetada com o armazenamento. O aumento no grau de dureza do feijão tem como conseqüência o aumento no tempo necessário para o cozimento, gasto de energia, mudanças no sabor, não formação de caldo espesso e viscoso e escurecimento do tegumento, levando a uma depreciação do produto pelo consumidor (RIBEIRO et al, 2005; RIOS et al., 2003).
1.4. Grãos armazenados atacados por insetos
Entre os insetos normalmente encontrados em grãos armazenados, os pertencentes às ordens Coleoptera e Lepdoptera compreendem as espécies de maior importância como pragas (PACHECO & PAULA, 1995). As fêmeas desses insetos geralmente colocam seus ovos sobre ou entre vagens ou em grãos expostos. As larvas recém‐eclodidas penetram nos grãos e passam a consumir os cotilédones. Alimentam‐se continuamente durante o período larval e, ao final do último instar, empupam. Em seguida, emergem para acasalar e recomeçar o ciclo reprodutivo (BALDIN, 2001).
O ataque direto dos insetos‐praga provoca redução de peso dos grãos, perdas nutricionais e alterações físicas, além dos danos indiretos, por facilitarem a entrada de microrganismos e ácaros através das perfurações (FARONI & SILVA, 2000; ZIMMERMANN et al., 1988). As perdas podem atingir até 30% em alguns casos, sendo 10% delas causadas diretamente pelo ataque de insetos‐praga (SINHA, 1995; SCHOLLER et al.,1997).
15 Os insetos‐praga obtêm muitos de seus aminoácidos essenciais utilizando proteinases extracelulares (NATION, 2002).
Além de serem consumidos pelos insetos, os grãos tem uma redução na sua qualidade, por que os insetos danificam e alteram o ambiente da massa, favorecendo outros fatores de deterioração, como os fungos e a respiração dos grãos. Também contaminam os grãos com suas exúvias, excrementos e despojos, aumentam os níveis de ácidos graxos livres, contaminando‐os com ácido úrico, causam odores, empobrecem o rendimento e a qualidade das farinhas (BROOKER et
al., 1992; PEDERSEN, 1992; FARONI, 1995; WHITE, 1995). A presença deste provoca
contaminação dos grãos e seus subprodutos pela presença do inseto vivo ou morto, pela presença dos metabólitos produzidos pelos insetos ou outros aspectos do processo da vida. Larvas pupas e adultos no interior do grão não são observados na amostra, porém não podem ser removidos e são uma preocupação no processamento dos grãos, pois tornan‐se contaminantes nos subprodutos (FARONI; SILVA, 2000).
Os grãos de feijão são severamente atacados por carunchos no mundo inteiro e as espécies mais freqüentes no Brasil são Acanthoscelides obtecus (Say) e
Zabrotes subfasciatus (Boh.) (CARVALHO & ROSSETO, 1968).
A infestação por A. obtectus pode ocorrer no armazenamento ou no campo. A condição ideal para seu desenvolvimento é encontrada emambiente com 300C e 70 a 80% de umidade relativa. Os ovos são espalhados entre os grãos armazenados, ou colocados nas suas proximidades, ou inseridos em fendas de vagens em desenvolvimento, podendo ser colocadas isoladamente ou em grupos. As larvas, assim que eclodem, deslocam‐se à procura do hospedeiro e penetram na semente, passando todo o seu desenvolvimento. Ao completarem o desenvolvimento larval, constroem um orifício de saída para o adulto antes de entrarem na fase de pupa (ATHIÉ et al., 1998).
O Sitophilus zeamais é um inseto de grãos armazenados encontrado em todas as regiões quentes e tropicais do mundo. É praga primária de milho, trigo, arroz e sorgo e pode se desenvolver em produtos de cereais processados, como macarrão e mandioca desidratada (DOBIE et al., 1984). A postura pode ocorrer em grãos com elevado teor de umidade, como, por exemplo, o milho em estado de
16 maturação. Com essa característica e por ser um voador ativo, pode atacar grãos no campo (PACHECO & PAULA, 1995). A fêmea de S. zeamais cava orifícios nos grãos com as mandíbulas, onde depositam os ovos. A cavidade é fechada com uma substância gelatinosa produzida por glândulas acessórias do aparelho reprodutor. A larva se alimenta do interior do grão. A fase de pupa também ocorre no interior do grão e o adulto, ao emergir, cava uma saída para o exterior (ATHIÉ et al., 1998).
1.5. Referências Bibliográficas
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22
CAPÍTULO 2
CORRELAÇÃO DE MÉTODOS DE DIGESTIBILIDADE IN VITRO E
DIGESTIBILIDADE IN VIVO
2.1. RESUMO
O presente trabalho teve como objetivos determinar a digestibilidade in
vivo, ajustar equações para a determinação da digestibilidade in vitro por meio de
diferentes métodos e verificar qual método desenvolvido para a digestibilidade in
vitro apresenta maior correlação com a digestibilidade in vivo. Foram utilizadas as
seguintes fontes de proteína: caseína, arroz, aveia, carne bovina, carne de frango, carne de peixe, carne suína, carne de rã sem osso, carne de rã mecanicamente separada, carne de rã com osso, feijão, leite em pó, milho (fubá), proteína de soro de leite, proteína texturizada de soja, quinoa, soja e trigo (farinha). Para o cálculo da digestibilidade in vitro foram utilizados os valores de pH obtidos em 10 min (método queda de pH) após a adição da solução de enzimas e o do pH estático, o qual mede o volume de NaOH adicionado necessário para manter em 8,0 o valor de pH da solução de proteínas após a adição da solução enzimática. As melhores equações obtidas relacionando a digestibilidade in vivo com as metodologias in vitro foi pelo método de queda de pH. Para ambos os métodos a presença da caseína não influenciou no ajustes das curvas, para um ajuste exponencial e o melhor ajuste somente foi obtido para amostras de origem vegetal. O uso de técnicas in vitro para a determinação da digestibilidade proteica benefícios como: requer menos tempo, são mais baratos e requisitam de menos mão‐de‐obra e espaço físico do que os métodos de determinação de digestibilidade in vivo.
PALAVRAS ‐ CHAVE: Qualidade proteica; digestibilidade in vitro; digestibilidade in
vivo.
23
2.2. INTRODUÇÃO
As proteínas são as macromoléculas mais abundantes nas células vivas (NELSON & COX, 2002), sendo, portanto são nutrientes essenciais aos organismos animais devendo estar presentes na alimentação em quantidades adequadas. Além do aspecto quantitativo, deve‐se levar em conta o aspecto qualitativo das proteínas, isto é, o seu valor nutricional (SGARBIERE, 1996).Métodos clássicos para determinar a qualidade proteicaavaliam o crescimento animal (PER), o equilíbrio de nitrogênio, o valor biológico, o escore químico, a digestibilidade e o escore químico corrigido pela digestibilidade (PDCAAS), que foi introduzido pela FAO/ WHO em 1985 e é a medida aceita desde então para avaliar a qualidade das proteínas. O
PDCAAS é definido como a relação entre o conteúdo do primeiro aminoácido limitante na proteína (em mg/g) e o conteúdo daquele aminoácido em uma proteína de referência (mg/g) multiplicado pela digestibilidade verdadeira. O padrão de referência é a necessidade de aminoácidos essenciais para crianças ente 2 e 5 anos de idade, segundo FAO/WHO (1985) (MILLWARD et al.,2008;
SCHAAFSMA, 1994).
A digestibilidade da proteína é determinada em função da fração do nitrogênio ingerido que o animal absorve. A digestibilidade verdadeira é obtida pela diferença entre o nitrogênio ingerido e aquele que aparece nas fezes corrigido pela quantidade de nitrogênio fecal excretado quando o indivíduo consome uma dieta livre de proteína (HERNÁNDEZ et al., 1984).
A presença de compostos inerentes ao próprio alimento, por exemplo, fatores antinutricionais, como inibidores de tripsina e de amilase, saponinas e compostos fenólicos ou fatores externos, como processamento e armazenamento, entre os quais se destacam o tipo e a forma de tratamento térmico aplicado, assim como o tempo e a forma de armazenamento, podem alterar a qualidade nutricional da proteína (VARGAS et al.,1984).
O processamento dos alimentos pode envolver o uso de calor, agentes oxidantes (como peróxido de hidrogênio), solventes orgânicos, álcalis e ácidos, com o objetivo de melhorar sabor, textura, propriedades funcionais e sensoriais, inativar
24 microrganismos patógenos e fatores antinutricionais (SANTÉ‐LHOUTELLIER et al., 2008; CHEFTEL, 1979)
O processamento térmico, especialmente o calor úmido, desnatura as proteínas aumentando acessibilidade ao ataque enzimático, aumentando o valor nutricional (POEL et al., 1990). Entretanto, podem levar à formação da reação de Maillard, oxidação de aminoácidos básicosformação de agregados proteicos diminuindo, assim, a qualidade e biodisponibilidade de aminoácidos essenciais (SANTÉ‐LHOUTELLIER et al., 2008; SCHWASS & FINLEY, 1984; CHEFTEL, 1979).
O processamento dos alimentos reduz de forma diferente os fatores nutricionais presentes. Nergiz & Gökgöz (2007) avaliando o teor de ácido fítico, fenóis totais, taninos e inibidor de tripsina em três variedades de feijões e dois tipos de processamento (remolho por 12 horas seguido de cozimento e cozimento na pressão, sem remolho) verificou que os teores de ácido fítico, fenóis totais, taninos e inibidor de tripsina diminuíram com os tratamentos aplicados, porém a redução foi maior para todos os fatores no tratamento de remolho seguido de cozimento. Redução em diferentes níveis dos fatores antinutricionais também foi encontrada por Shimelis & Rakshit (2007) em feijões. Eles avaliaram o teor de taninos, ácido fítico, lectina, inibidor de tripsina e saponinas em feijões não processados, remolho em água por 12 horas, remolho em bicarbonato de sódio, germinação por 24, 48, 72 e 96 horas seguidos ou não de autoclave, cozimento sem remolho, cozimento com remolho em água e em bicarbonato e autoclave sem remolho e com molho em água e bicarbonato. Houve redução dos fatores antinutricionais em todos os tratamentos, mas esta redução variou de 6 a 100 %.
Os programas de melhoramento genético visam obter variedades que apresentem alta produtividade, aliada a resistência às doenças, com produção de sementes possuindo forma, tamanho, cor e brilho aceitáveis no mercado. Também podem objetivar a redução de fatores antinutricionais para aumentar a qualidade nutricional dos grãos (MENDES et al., 2007; MESQUITA et al., 2007).
As reduções dos fatores antinutricionais em diferentes processamentos de alimentos ou por melhoramento genético podem alterar a digestibilidade. A realização de ensaios in vivo para avaliar a digestibilidade em cada alteração do processamento em alimentos ou a cada nova variedade obtida é custosa e
25 demorada. Métodos in vitro podem predizer variações de digestibilidade em alterações de processamento de alimentos de forma mais rápida e barata.
A maior parte dos métodos de determinação de digestibilidade in vitro se baseia em digerir a amostra com enzimas proteolíticas em condições padronizadas. A diferença está entre o número e a natureza das enzimas que se utilizam e a medida final a ser realizada (PIRES et al., 2006).
O método desenvolvido por Mauron et al. (1955) foi adaptado como método oficial pela AOAC (1975) para determinar a digestibilidade de proteínas alimentares de origem animal. Baseia‐se na digestão da amostra com pepsina e determinação da porcentagem de nitrogênio solubilizado. O método tem sofrido numerosas modificações devido à sua baixa correlação com os ensaios biológicos.
O presente trabalho teve como objetivos determinar a digestibilidade in
vivo, ajustar equações para a determinação da digestibilidade in vitro por meio de diferentes métodos e verificar qual método desenvolvido para a digestibilidade in vitro apresenta maior correlação com a digestibilidade in vivo.
2.3. MATERIAIS E MÉTODOS
2.3.1. Local do experimento
O presente trabalho foi desenvolvido no Laboratório de Enzimologia, Bioquímica de Proteínas e Peptídeos do Instituto de Biotecnologia Aplicada à Agropecuária (BIOAGRO), no Laboratório de Enzimologia, Bioquímica de Proteínas e Peptídeos Prof. Marcos Luiz dos Mares Guia do Departamento de Bioquímica e Biologia Molecular (DBB) e no Laboratório de Nutrição Experimental do Departamento de Nutrição e Saúde (DNS) da Universidade Federal de Viçosa (UFV) – MG.
26
2.3.2. Preparo das Amostras
Foram utilizadas as seguintes fontes de proteína: caseína, arroz, aveia, carne bovina, carne de frango, carne de peixe, carne suína, carne de rã sem osso, carne de rã mecanicamente separada, carne de rã sem osso, feijão, leite em pó, milho (fubá), proteína de soro de leite, proteína texturizada de soja, quinoa, soja e trigo (farinha). Foi utilizada caseína comercial obtida da RHOSTER‐Indústria e Comécio Ltda. Os grãos de arroz branco polido, adquirido no comércio de Viçosa, MG, foi coccionado em água, em panela doméstica. Após o cozimento, os grãos foram secos em estufa com circulação de ar, a 60 oC, por 24 horas. Em seguida, foram moídos em multiprocessador doméstico, marca Arno e passado em peneira de 16 mesh (1 mm), obtendo‐se uma farinha de arroz. As carnes de frango (peito de frango sem pele), de peixe (filé de Merluza) e suína (pernil sem gordura aparente), adquirido no comércio de Viçosa, MG, foram cozidas com água em panelas domésticas, na proporção de 1:1 (p/v), até secar a água. Após o cozimento, as carnes foram congeladas à ‐80ºC, desidratadas em liofilizador por 24 horas e moídas em multiprocessador doméstico, marca Arno e passadas em peneira de 16 mesh (1 mm).A soja foi submetida a tratamento térmico em calor seco de 89oC por 5 minutos. Os grãos foram moídos em multiprocessador doméstico, marca Arno e passado em peneira de mesh (1 mm), obtendo‐se uma farinha de soja.
As amostras de aveia, leite em pó, proteína de soro de leite e quinoa foram adquiridas no comércio de Viçosa, MG. A quinoa foi moída em multiprocessador marca Arno e passada em peneira de 16 mesh (1 mm).
Os dados de digestibilidade in vivo para carne bovina, carne de rã sem osso, carne de rã mecanicamente separada, carne de rã com osso, feijão, milho (fubá), proteína texturizada de soja e trigo (farinha), foram obtidos de Pires et al., 2006.
2.3.3. Determinação do teor de nitrogênio
O teor de proteína de cada amostra foi determinado pelo método semimicro Kjeldhal, segundo AOAC (1984).27 As amostras foram pesadas em papel manteiga e colocadas nos tubos de digestão devidamente identificadas. Acrescentou‐se umtubo contendo apenas o papel manteiga (branco). Adicionou‐se 10 mL da mistura digestora. A temperatura foi aumentada gradativamente até 320 oC. Depois de atingida a temperatura, deixou‐se sob aquecimento por mais uma hora. Os tubos foram retirados do bloco digestor e deixados esfriar. Em seguida, adicionou‐se 1,0 mL de peróxido de hidrogênio 30 % e as amostras foram retornadas para o bloco digestor por mais uma hora. Foram retiradas e deixadas esfriar. Adicionou‐se 10 mL de água e procedeu‐se à destilação de nitrogênio. O material digerido é neutralizado com NaOH 40 % (aproximadamente 25 mL). Em seguida, o nitrogênio presente, agora na forma de amônia é destilado por arraste de vapor e recolhido em solução de ácido bórico a 4% utilizando indicador de Tashiro. O borato de amônio formado é titulado com ácido clorídrico 0,05 N padronizado, determinando o teor de nitrogênio.
A mistura digestora consiste em dissolver CuSO4 5.H2O (5 g) e SeO2 (5 g) em 500 mL de ácido sulfúrico concentrado.
No cálculo de conversão do nitrogênio em proteínas foi utilizado o fator 6,25.
2.3.4. Ensaio Biológico
Foram preparadas uma dieta aproteica, uma dieta de caseína (padrão) e as dietas testes, contendo as amostras proteicas estudadas, conforme apresentado na Tabela 1.A composição das dietas foi baseada na AIN‐93G, segundo Reeves et
al.(1993), com o teor de proteínas alterado para 9 % a 10 % para todas as dietas, exceto a dieta de arroz, que continha 7 % de proteínas. As quantidades de outros ingredientes da dieta (amido, amido dextrinizado, sacarose, óleo e celulose) também foram alteradas, de acordo com a composição dos alimentos testados, de forma que as dietas fossem isocalóricas e isoproteicas (Tabela 1). .
28 Tabela 2. Composição das dietas utilizadas no ensaio biológico (g/100g de mistura)* Ingredientes D1 D2 D3 D4 D5 D6 D7 D8 D9 D10 LN Caseína 11,47 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Arroz1 ‐ 82,95 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Aveia1 ‐ ‐ 52,41 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Carne de frango1 ‐ ‐ ‐ 12,66 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Carne de peixe1 ‐ ‐ ‐ ‐ 13,42 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Carne suína1 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 13,15 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ Leite em pó1 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 38,36 ‐ ‐ ‐ ‐ Proteína de soro de leite1 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 13,37 ‐ ‐ ‐ Quinoa1 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 73,48 ‐ ‐ Soja1 ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ ‐ 21,3 ‐ Amido dextrinizado2 13,2 ‐ 13,2 13,2 13,2 13,2 13,2 13,2 8,53 13,2 13,2 Sacarose3 10,0 ‐ 10,0 10,0 10,0 10,0 10,0 10,0 5,93 10,0 10,0 Óleo de soja3 7,0 7,0 7,0 7,0 7,0 4,37 ‐ 7,0 7,0 3,21 7,0 Fibra alimentar (Celulose) 2 5,0 5,0 0,33 5,0 5,0 5,0 5,0 5,0 ‐ ‐ 5,0 Mistura Salínica (AIN‐93G‐MX) 2 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 3,5 Mistura Vitamínica (AIN‐93G‐VX)2 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 1,0 L‐cistina2 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 0,3 Bitartarato de Colina 2 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25 0,25