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Os experimentos de análise proteômica da PA foram realizados sob a supervisão do Prof. Dr. Walter L. Siqueira, no Laboratório de Bioquímica, Schulich School of Medicine & Dentistry, University of Western Ontario (Canadá), dentro do programa BEPE (FAPESP).

4.5.1 Eluição das proteínas da PA por sonicação

Primeiramente foi necessário fazer a extração das proteínas coletadas nos papeis filtro. Como mencionado acima, as amostras foram separadas em 4 grupos, de acordo com o substrato e tempo de formação da PA, sendo feito um pool com os 9 papéis coletados por dia de cada grupo em um microtubo, totalizando 27 papéis por grupo. Os papeis foram picotados, utilizando uma tesoura previamente desinfetada em álcool 70% (Figura 6).

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Figura 6 – Agrupamento das amostras de PA.

Em seguida, para a extração das proteínas a partir dos papéis, foram adicionados 200 µL de 50 mM de bicarbonato de amônio (NH4HCO3, pH 7,8) em cada microtubo (contendo o pool dos 27 papeis). Na sequência, foi feita sonicação durante 5 minutos em gelo. Este procedimento foi repetidos por mais 3 vezes, sendo que cada vez a solução era recuperada e colocada em um novo microtubo. Após as 4 sonicações, as amostras foram centrifugada por 20 minutos a 14000 G, coletou-se o sobrenadante, e obteve-se um volume final de 800 µL. O procedimento de centrifugação foi realizado para eliminar as fibras dos papéis filtros. Em sequida, este volume final foi reduzido em SpeedVac (Eppendorf, Parkway, NY, EUA) até atingir um volume de 300 µL para cada amostra.

4.5.2 Digestão em solução

Em seguida, foi adicionado 50 µL da solução 1 (ureia 4 M + DTT 10 mM + NH4HCO3 50 mM, pH 7,8) sendo então feita incubação por 1 hora à temperatura ambiente. Em sequência, foi adicionado 150 µL de solução 2 (50 mM NH4HCO3, pH 7,8) sendo que o pH de cada amostra foi verificada, e quando necessário o pH das amostras foi ajustado para 7,8 com TFA 50% (ácido trifluoroacético) ou NaOH 1 M.

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Foi necessário ajustar o pH para 7,8, para que a digestão tríptica tivesse seu efeito máximo. Em amostras piloto, foi estimada a quantidade de proteínas em cada grupo, através da técnica do ácido bicinconínico (mBCA - Thermo Fisher Pierce, Rockford, IL, EUA). Em seguida iniciou-se a digestão tríptica, nas amostras após a adição de tripsina 2% (w/w) (Promega, Madison, WI, USA), onde estas permaneceram incubadas por 16 horas a 37°C.

Após a incubação das amostras, as mesmas foram centrifugadas por 20 minutos a 14000 G, para que fosse possível extrair o líquido sem que tivesse interferência das fibras dos papéis filtro. O sobrenadante foi colocado em 2 microtubos diferentes (um contendo 100 µL, destinado à quantificação proteica e o outro contendo 200 µL, destinado à análise proteômica). As amostras foram secas no SpeedVac (Eppendorf, Parkway, NY, EUA).

4.5.3 Preparação para a quantificação de proteínas da PA

A alíquota de 100 µL de amostra foi utilizada na quantificação de proteína previamente à espectrometria de massas, pelo método mBCA (Protein Assay Reagent Kit, Micro BCA, PIERCE). O método mBCA é um kit comercial de dosagem de proteínas por amostra, que permite a detecção colorimétrica e a quantificação de proteína. O método combina a redução de Cu+2 a Cu+ por proteínas em meio alcalino (reacção do biureto) com a detecção colorimétrica, muito sensível e seletiva, do íon Cu+, usando um reagente contendo ácido bicinconínico. Nesta reação forma- se um produto de cor roxa, solúvel em água, com forte absorbância a 562 nm e linear com concentrações crescentes ao longo de uma gama extensa de concentrações de proteína (o kit Micro BCA foi optimizado para utilização com amostras de proteína diluídas de 0,5 - 20 µg / mL). Para que fosse feito a quantificação, cada amostra foi ressuspensa em 300 µL de água deionizada, e a quantificação foi realizada em duplicata, seguindo as instruções do fabricante. Esta quantificação pós-digestão foi realizada com a finalidade de determinar a quantidade de amostra necessária para a análise em espectrometria de massas.

Após secas no SpeedVac (Eppendorf, Parkway, NY, EUA), as amostras foram submetidas ao procedimento conhecido por ZipTip®, com o objetivo de possibilitar a

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concentração e purificação de peptídeos e proteínas de forma reprodutível e com alta recuperação, para melhoria da qualidade de dados.

As amostras foram ressupensas em 20 µL de solução de equilíbrio/lavagem (ácido trifluoroacético 0,1%) e foi então iniciado o procedimento conhecido como ZipTip®. Inicialmente, as ponteiras de ZipTip® C18 (Millipore Corporation, Billerica, MA, EUA) foram lavadas com em acetonitrila 100%, por 4 vezes, sendo a solução dispensada em cada lavagem. Foi também realizada nova lavagem com a solução de equilíbrio/lavagem (ácido trifluoroacético 0,1%) por 5 vezes (após cada lavagem a solução foi dispensada). Após a assepsia da ponteira, esta foi carregada com as amostras (aspirando e dispensando por 10 vezes), sendo na sequência realizada uma lavagem com a solução de equilíbrio/lavagem (ácido trifluoacético 0,1%) por 10 vezes (aspirando e dispensando). Na última etapa, realizou-se a eluição das amostras com ácido trifluoroacético 0,1% + acetonitrila 80%, sendo os peptídeos eluídos por 10 vezes dentro do mesmo microtubo (aspirando e dispensando). Depois deste processo, realizou-se a secagem das amostras (Speedvac, Eppendorf, Parkway, NY, USA).

Em seguida, para a realização da quantificação, as amostras foram então ressuspensas em 300 µL de água e submetidas a agitação (vórtex). Foram adicionadas nas placas para cultura celular (Biosystems), 150 µL de padrão para µBCA e 150 µL de WR (reagente de trabalho), em duplicata. Em outros poços, foram adicionados 150 µL de amostras de esmalte ou dentina (10 minutos ou 120 minutos) + 150 µL de WR, também em duplicata. A placa foi coberta com parafilme e tampa e colocada a 37ºC, por 2 horas. Depois, a placa foi mantida em temperatura ambiente por 5 minutos. A absorbância foi medida a 562 nm.

Foi construída uma curva padrão, na qual a absorbância dos padrões foi plotada contra a sua concentração proteica (µg/mL), corrigindo-se pelos valores do Blank (Figura 7).

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Figura 7 - Curva padrão do µBCA.

Após as análises pelo método mBCA, a concentração média de proteínas encontrada em cada pool foi 9,9, 9,3, 9,0 e 9,6 µg/mL para esmalte 10 minutos, esmalte 120 minutos, dentina 10 minutos e dentina 120 minutos, respectivamente.

Em seguida, as amostras destinadas à espectrometria de massas (200 µL) foram ressuspensas em 100 µL de tampão de equilíbrio (equilibration/washing

solution - TFA 0,1%), agitadas em vórtex e submetidas ao procedimento de Zip Tip®, como descrito acima. Ao final desse processo, as amostras foram

concentradas por SpeedVac (Eppendorf, Parkway, NY, USA), que foram armazenadas a 4ºC até a análise por espectrometria de massas (LTQ Velos, Thermo Scientific, Sao Jose, CA, EUA).