Bu çalışmada dört farklı dönemde, yeme farklı oranlarda demir ilave ederek tatlısu istakozlarının beslenmesi yapıldı. Bu süre boyunca teknelerde oluşturulan şartların canlının yaşaması için optimal değerlere sahip olduğu görüldü. Köksal (1988), Skurdal ve Taugbol (2002), A. leptodactylus’un yaşadığı ortamlarda su sıcaklığının kabuk değiştirmek için 7- 12 ºC, üremeleri için 4-13 ºC, büyümeleri için 14-22 ºC, oksijenin en az 2 mg L-1, pH’ın 6,5-8,5, kalsiyumun 5 mg L-1’den az olmaması gerektiğini bildirmişlerdir. Bu çalışmada ortalama su sıcaklığı, oksijen ve pH degerleri düzenli aralıklarla belirlenerek tablo halinde verilmiştir. Araştırıcıların belirttikleri değerler ile bu çalışmada elde edilen değerler arasında paralellik görülmektedir.
Çalışma süresince canlının ihtiyacını karşılayacak oranlarda besin içeriğine sahip kontrol yeminin optimal değerlere sahip olduğu görüldü. Rasyonlarda bulunması gereken ham protein ihtiyacını D’Abramo vd. (1985), Goddard (1988) Procambarus acutus’larda %50,5; Pacifastacus leniusculus’larda %39; Astacus astacus’larda %40; Köksal (1988) A. leptodactylus’larda %30,93; Ravi vd. (1999) Cherax tenuimanus’larda %21,87 olarak saptamışlardır. Bu araştırmada kontrol yemindeki ham protein değeri yaklaşık olarak %37 olarak belirlenmiştir. Ham protein değerleri arasındaki bu farklılıkların farklı tür ve büyüklükteki örneklerin kullanılmasından kaynaklanabileceği düşünülmektedir.
Kabuklu canlıların rasyonlarında bulunması gereken ham yağ miktarını Köksal (1988) A. leptodactylus’larda % 7,82; Ackefors vd. (1992) A. astacus’larda %7; Lee ve Lawrence (1997), Ravi vd. (1999) C. tenuimanus’larda %6,02 olarak tespit etmişlerdir. Bu çalışmada kontrol yemindeki ham yağ miktarı yaklaşık olarak %7 olarak belirlenmiştir. Araştırıcıların belirttikleri değerler ile bu çalışma sonucu elde edilen ham yağ miktarı arasında uyum görülmektedir.
Bu çalışmada tatlısu istakozlarının antioksidan savunma ve OS düzeylerindeki değişimlerin kasa oranla hepatopankreasda daha yüksek olduğu ortaya çıkmaktadır. Bu bulgular daha önceki çalışmalar ile uyumludur (Verlacer vd., 2008; Paital ve Chainy, 2013). Ana sindirim bezi olan krustasea hepatopankreasının yağda eriyen vitaminler içerdiği, vücudun metabolizmasını düzenlediği ve yüksek oksijen tüketimi sergilediği bilinmektedir (Bayir vd., 2011; Borkovic vd., 2008). Bu nedenle, O2* ve H2O2 üretimi,
Çalışma sonucunda GD ve YD dönemlerinde MDA düzeyinin belirgin şekilde arttığı belirlendi. Bu, tatlısu istakozunun kabuk değişimi dönemine girmesi ile bağdaştırılabilir. Bu dönem kabuklu canlı biyolojisinin tüm yönlerini etkiler (hücresel metabolizması, fizyoloji ve davranış durumları). Özellikle metabolik aktivite yükselir. Çünkü dokularda (özellikle hepatopankreas) hemolenfde mineral madde birikintileri, glikoz, α-kitin-protein, gastrolit matriks proteini ve glikoprotein gibi organik rezervler kimyasal reaksyonlar sonucunda dönüşümlere uğrar (Aiken ve Waddy, 1992; Ghanawi ve Saoud, 2012). Aiken ve Waddy (1992), doku metabolizmasının, kabuk değişimi sırasında oksijen tüketimini %1900’e kadar arttırabileceğini bildirmiştir. Yudkovski vd. (2010), kabuk değişiminin son dönemlerinde gastrolit diskinde oksidatif stresi etkileyen üç ilave gen değişiminin ve genlerin bir ön düzenlemesinin meydana geldiğini tespit etmiştir. Yukarıdaki açıklamalara paralel olarak MDA düzeylerindeki bu artış, kabuk değiştirme döneminde metabolik aktivitenin artması ile fizyolojik aktivitenin artması ve aşırı serbest radikal oluşumunun biyolojik moleküllere ve dokulara doğrudan hasar vermesi ile bağdaştırılabilir.
Decapod krustaselerin kabuk değiştirmesi sırasında ROS üretimi ve birikmesi arasındaki denge, endokrin kontrolündeki ecdysteroidler tarafından etkilenir. Ghanawi ve Saoud (2012), öncelikle kabuklu hayvanların kabuk değişimi sürecinin Y-organı tarafından sentezlenen ecdysteroidlerin ve kabuk değişimini engelleyen hormonun (MIH) negatif düzenleyici kontrolü altında karıştığı bildirmiştir. Ayrıca araştırmacılar, ecdystroidlerin seviyesinin kabuk değiştirme süresinin uzaması veya kısalması üzerine etkili olduğunu da vurgulamıştır. Bu ecdysteroidlere etki eden genleri özellikle hepatopankreasda metabolik ve transport enzimlerini kodlayan farklı genler ortaya çıkarmaktadır. Epidemiyolojik çalışmalar, endojen ve eksojen antioksidan savunma sistemlerinde genetik varyasyonun enzimatik antioksidan aktiviteyi etkileyebileceği kanıtlanmıştır. Bu tür çalışmalarda mitokondriyal zarların ve protein yapısının, ecdysteroit seviyesindeki değişiklikler sonucu ortaya çıkan antioksidan enzimleri kodlayan genlerde meydana gelen değişikliklerin etkisiyle oluştuğu ve bu esnada ROS miktarının artırabileceği saptanmıştır (Da Casto vd., 2012; Pisoschi ve Pop, 2015). Bu çalışmada da GD ve YD periyodunda dokulardaki oksidan ve antioksidan düzeylerinde belirgin artışlar ve azalmalar tespit edilmiştir.
Bu çalışmada yeme ilave edilen demirin MDA düzeyini azalttığı saptandı. Lipid peroksidasyonun son ürünü olan MDA düzeyindeki azalma ortamdaki antioksidan özellikdeki madde ya da enzimlerin artması ile bağdaştırılabilir. Çünkü antioksidanın MDA oluşumu sırasında uygun çift bağına bir ROO* ilavesi, bu ROO*’nun
temizlenmesindeki ilk adımdır. Bu radikalin oksijene oksidasyonu yoluyla O2-* anyonuyla
reaksiyona girerken antioksidan aktivitesi, peroksitlerin (H2O2 / O22-) oluşumunu ve Fenton
yoluyla peroksitlerden türetilen HO* gibi diğer reaktif oksijen türlerini önleme kapasitesinde ortaya çıkmaktadır (Fang vd., 2002). Bunun yanı sıra bir geçiş metali olarak demir atomu tamamlanmamış d-sub bir hücreye sahiptir. Sudaki demir anyonlara doğru serbest katyon (Fe+2) oluşumuna yol açar. Oksijenin varlığında demir ferrik hidroksitin bir çökeltisini vermek için sudaki hidroksil radikali (OH-) ile tepkimeye girebilir. Demir hafif asidik pH ortamlarında, nötr de ferrik forma çözünmüş oksijen tarafından oksidize edilir. Demirin en yaygın çözünen inorganik formu Fe (OH) +2 gözlenmiştir ki ferrik hidroksit (Fe(OH)3) büyük oranda dayanılabilir pH seviyesi ile akarsulardaki balık popülasyonlarını sınırlandırır ve bentik organizmaların total biyomaslarını azaltır. Demirin yüksek konsantrasyonu (52,90 mg L-1’e kadar) sudaki çörünebilirliği azaltabilir. Ayrıca azalan büyüme ve uzun süren stres ile sonuçlanan yavru ve juvenil devresinde besin algılarının bozulmasına sebep olur (Debnath vd., 2012). Sarıkaya vd. (2011), A. leptodactylus’ların hepatopankreasındaki MDA seviyesinin 5, 10, 20 µg L-1 dozdaki fenitrotion ile azaldığını tespit etmişlerdir. Roméo ve Gnassia-Barelli (1997), Ruditapes decussatus’larda lipid peroksidasyon üzerinde demir gibi ağır metallerin büyük oranda etkili olduklarını bildirmiştir. Zhang vd. (2016), sazanlar üzerine demirin etkisi ile ilgili yaptıkları çalışmada demirin antioksidan savunma ve MDA üzerinde etkili olduğunu bu konuda daha geniş araştırmaların yapılması gerektiğini bildirmişlerdir. Wang vd. (2013) tarafından yapılan çalışmada ortamdaki demir miktarının canlıda MDA düzeyi üzerinde etkin olan astaksantin ve yağ asidi seviyesinde önemli bir etkiye sahip olduğu tespit edilmiştir.
Çalışmada, hepatopankreas ve kasdaki SOD aktivitesi GD ve YD dönemlerine göre AD ve KD dönemlerinde daha düşüktü. Ancak yeme ilave edilen demir miktarı arttıkça SOD miktarının yükseldiği belirlendi. Rasyona farklı oranlarda ilave edilen demirin (20- 120 mg kg-1) SOD miktarı üzerindeki etkisi Zhang vd., (2016) tarafından yapılan çalışmada Ctenopharyngodon idellus’larda da belirlenmiştir. Bu çalışmada demirin SOD üzerinde çok fazla etkili olmadığı ancak diğer antioksidanların düzeyini pozitif yönde arttırdığını saptamışlardır. Bu değişimler, peroksidasyona bağlı olarak O2 anyonlarının ve H2O2’nin aşırı üretilmesini nötralize etmek için ilk etapta farklı antioksidanın kullanılmasından kaynaklanabilir. Bununla birlikte, kasda SOD düzeyinde değişim hepatopankreasa göre daha düşüktü. Bunun sebebi ise metabolik aktivite sırasında bu
Yapılan analizler sonucunda, tatlısu istakozlarının GSH-Px aktivitesini, SOD aktivitesine paralel olarak GD ve YD dönemlerine göre AD ve KD dönemlerinde daha düşüktü. Fakat yeme ilave edilen demir miktarı arttıkça GSH-Px miktarının yükseldiği saptandı. Bu enzimatik antioksidanların aksine kas ve hepatopankreasdaki GSH aktivitesinin tatlısu istakozlarında çok fazla değişim göstermediği belirlendi. Bu sonuç, metabolik aktiviteler sırasında O2-* radikali üretiminin arttığı çalışma sonuçlarıyla uyumludur (Verlacer vd., 2008; Wilhelm Filho vd., 2001; Ayala vd., 2014; Barim-Oz ve Yilmaz, 2009). Yapılan çalışmalarda H2O2'nin hücresel sistemde bulunan iki farklı enzim tarafından nötralize edildiği, bu enzimlerin ise GSH-Px ve CAT olduğu bildirilmiştir. Bu enzimlerin herbirinin H2O2 üzerindeki etkinliği farklıdır ve hücre içi H2O2 konsantrasyonunda, her biri farklı bir Km değerine sahip olduklarından bu enzimlerin hangisinin işlevsel olarak etkin olacağı dokunun özelliğine bağlıdır (Beytut vd., 2009). Çalışmamıza paralel olarak, Zhang vd., (2016) da yeme ilave edilen demirin Ctenopharyngodon idellus’larda GSH-Px miktarını arttırdığını tespit etmişlerdir. Daha önce de belirtildiği gibi GSH-Px seviyesindeki azalma, bu dokuda üreme periyodunda MDA seviyesinin yüksek olmasından dolayı OS'i azaltmak için mevcut enzimin kullanılmasından kaynaklanabilir. Dokulardaki GSH seviyesinde fazla olmayan değişimlerin sebebi ise özellikle birinci derecede SOD ve GSH-Px enzimlerinin kullanılmasıyla GSH’a radikallerin temizlenmesi için ihtiyaç duyulmamasıyla bağdaştırılabilir (Barim vd., 2009; Barim, 2009; Ayala vd., 2014; Barim-Oz ve Yilmaz, 2009).
Araştırma sonucunda tatlısu istakozunun ihtiyacına yönelik olarak hazırlanan kontrol rasyonuna farklı oranlarda demir katılmasının; tatlısu istakozunun (A. leptodactylus) özellikle kabuk değişimine hazırlandığı ve kabuğunu bıraktıktan sonraki yumuşak deriye sahip olduğu dönemlerde oksidatif stresin göstergesi olan MDA düzeyini istatistiksel açıdan önemli derecede azalttığı belirlendi. Ayrıca bu çalışmada tatlısu istakozlarının oksidatif savunması esnasında SOD ve GSH-Px’ın önemli derecede azaldığı, ancak GSH’ın çok fazla değişmediği saptandı. Elde edilen bu verilere paralel olarak kültür şartlarında yapılacak A. leptodactylus türü tatlısu istakozlarının yetiştiriciliğinde; kabuk değiştirme döneminde tatlısu istakozlarının yemine 172-372 mg kg-1 Fe (FeSO4.7H2O) katılması tavsiye edilmektedir.
KAYNAKLAR
Ackefors, H., Castell, J.D., Boston, L.D., Raty P. and Svensson, M., 1992.
Standard experimental diets for crustacean nutrition research. II. growth and survival of juvenile crayfish Astacus astacus (Linne) fed diets containing various amounts of protein, carbohydrate and lipid. Aquaculture, 104, 341- 356.
Aiken, D. E. and Waddy, S.L., 1992. The Growth Process in Crayfish. Reviews in
Aquatic Sciences, 6 (3-4), 335-381.
Akkuş, İ., 1995. Serbest Radikaller ve Fizyolojik Etkileri, 2. Baskı, Mimoza
Yayınları, Konya.
Aksoy, M., 2014. Beslenme biyokimyası. 4. Baskı, Hatipoğlu Yayınları, Ankara. Aksu, O., Adiguzel, R., Demir, V., Yildirim, N., Danabas, D., Seker, S.,
Seyhaneyildiz-Can, S. and Ates, M., 2014. Temporal changes in
concentrations of some trace elements in muscle tissue of crayfish, Astacus leptodactylus (Eschscholtz, 1823), from Keban Dam Lake. Hindawi Publishing Corporation Bioinorganic Chemistry and Applications, 2014: Article ID 120401, 4p.
Alpbaz, A., 2005. Su ürünleri yetiştiriciliği. Alp Yayınları, İzmir.
AOAC, 1984. Official methods of analysis (14th Ed). Association of Official
Analytical Chemists. Inc. Arlington 1141 p.
Atay, D., 1997. Kabuklu su ürünleri ve üretim tekniği. Ankara Üniv. Ziraat Fak.
Yayınları, 1478, Ankara, 348 s.
Ayala, A., Munoz, M.F. and Argüelles, S., 2014. Lipid Peroxidation: Production,
metabolism, and signaling mechanisms of malondialdehyde and 4-Hydroxy- 0-Nonenal. Hindawi Publishing Corporation Oxidative Medicine and Cellular Longevity, 31pp.
Baker, R. T. M., 1997. The effects of dietary α-tocopherol and oxidised lipid on
postthaw drip from catfish muscle. Animal Feed Science Technology, 65, 35- 43.
Barım, Ö., 2005. Keban Baraj Gölü’nde yaşayan tatlısu istakozu (astacus
leptodactylus esch. 1823) rasyonuna farklı oranlarda ilave edilen vitamin e ’nin etkileri. Doktora Tezi, Fırat Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü, Elazığ, 73s.
Barim, O., 2009. The effects of dietary vitamin E on theoxidative stress and
antioxidant enzyme activities in their tissues and ovarian egg numbers of freshwater crayfish Astacus leptodactylus (Eschschotlz, 1823). Journal of Animal and Veterinary Advences, 8(6), 1190-1197.
Barim, Ö. and Karatepe, M., 2010. The effects of pollution on the vitamins a, e, c,
β carotene contens and oxidative stress of the freshwater crayfish, Astacus leptodactylus. Ecotoxicology and Environmental Safety 73, 138-142.
Barim, Ö., Benzer, F., Erisir, M. and Dorucu, M., 2009. Oxidant and antioxidan
status of tissues of freshwater crayfish (astacus leptodactylus esch., 1823) from different stations in the Keban Dam Lake. Fresenius Environmental Bulletin, 18, 6.
Barim-Oz, O. and Yilmaz, S., 2009. The determination of effects vitamin E, C,
astaxanthin and β-carotene on oxidative stress in some tissues of freshwater crayfish (Astacus leptodactylus Esch. 1823) in moulting period. E-Journal of New World Sciences Academy, 4(3), 39-46.
Bayir, A., Sirkecioglu A.N., Haliloglu, H.I., Aksakal, E., Gunes, M. and Aras, N.M., 2011. Influence of season on antioxidant defense systems of Silurus
glanis Linnaeus (Siluridae) and Barbus capito capito Güldenstädt (Cyprinidae). Fresen. Environ. Bull., 20(1), 3-11.
Bell, B. J. G., Cowey C. B., Adron J.W. and Shanks, A. M., 2002. Some effects
of vitamin e and selenium deprivation on tissue enzyme levels and ındices of tissue peroxidation in rainbow trout (Salmo gairdneri). British Journal of Nutrition, 53, 149-157.
Beutler, E., 1975. Red Cell Metabolism, In: Beutler, E., (Ed.): A Manual of
Beytut, E., Barim, Ö. and Kamiloglu, N.N., 2009. Different levels of dietary DL-α
tocopheryl acetate modulate the antioxidant defence system in the hepatopancreas, gills and muscles of the freshwater crayfish, Astacus leptodactylus (Eschscholtz, 1823). Journal of Animal and Veterinary Advances, 8(6), 1177-1184.
Bhattacharya, T. and Saha, R.K., 1991. Water quality of Agartala, final report.
Tripura State Pollution Control Board, 24, 43.
Bjørneboe, A., Bjørneboe G-E Aa. and Drevon C. A., 1990. Absorption, transport
and distribution of vitamin E. J. Nutr., 120, 233-242.
Borković ,S.S., Pavlović, S.Z., Kovačević, T.B., Štajn, A.Š., Petrović, V.M. and Saičić, Z.S., 2008. Antioxidant defence enzyme activities in hepatopancreas,
gills and muscle of Spiny cheek crayfish (in hepatopancreas, gills and muscle of Spiny cheek crayfish (Orconectes limosus) from the River Danube. Comprative Biochemistry and Physiology Part C, 147, 122-128.
Canpolat, Ö., 2007. Keban Baraj Gölü’ndeki kirletici kaynaklarının su kalitesi ve
capoeta trutta (heckel, 1843)’nın üreme biyolojisi ve gelişimi üzerindeki etkileri. Doktora Tezi, Fırat Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü, Elazığ, 336s.
Chavan, S., Sava, L., Saxena, V., Pillai, S., Sontakke, A. and Ingole, D., 2005.
Reduced Glutathione: Importance of Specimen Collection, I J of Clin Biochem, 20(1), 150-152.
Chen, H-Y., 1998. Nutritional requirements of the black tiger shrimp: Penaeus
monodon. Rewievs in Fisheries Science, 6, 79-95.
Conklin, D.E, 1995a. Digestive physiology and nutrition. In: Biology of the Lobster
Homarus americanus, (J. Robert Factor, eds.). Academic Press, 441-463.
Conklin, D.E, 1995b. Vitamins. In: Crustacean Nutrition. Advances in World
Aquaculture. (L.R. D’Abrabo, D.E. Conklin and D.M. Akiyama, eds), 6, 123- 149.
Cuzon, G., Guillaume, J. and Cahu, C., 1994. Composition, preparation and
utilization of feeds for crustacea. Aquaculture, 124, 253-267.
Çetinkaya, O., 1995. Balık besleme. Yüzüncü Yıl Üniversitesi Ziraat Fakültesi
D’Abramo, L.R.D, Wright, J.S., Wright, K.H., Bordner, C.E. and Conklin, D.E., 1985. Sterol requirements of cultured juvenile crayfish Pacifastacus
leniusculus. Aquaculture, 49, 245-255.
D’Abramo, L.R.D. and Conklin, D.E., 1995. New developments in the
understanding of the nutrition of penaeid and caridean species of shrimp. In: World Aquaculture Society, (C.L. Browdy and J.S. Hopkins, eds.), 95-108.
D’Abramo, L.R.D. and Robinson, E.H., 1989. Nutrition of crayfish. Aquatic
Science, 1(4), 711-728.
Da Costa, L.A., Badawi, A. and El-Sohemy, A., 2012. Nutrigenetics and
Modulation of oxidative stres. Ann Nutr Metab, 60(3), 27-36.
Daloğulları, F., 2012. Tatlısu istakozlarında (astacus leptodactylus esch. 1823)
amonyağın toksik etkilerinin belirlenmesi. Yüksek Lisans Tezi, Gazi Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü, Ankara, 89s.
Debnath, M., Saha, R.K., Kamilya, D., Saikia, D. and Saha, H., 2012. Effects of
water borne iron on spawn of indian majör carps (Catla catla(Ham.), Labeo rohita(Ham.) and Cirrhinus mrigala (Ham.)). Bull. Environ. Contam. Toxicol., 89, 1170-1174.
EPA, 1986. Environmental protection agency. Quality criteria for water 1986. Office
of Water Regulations Standarts Washington, DC 20460. Water, EPA 440/5- 84-001.
Fang Y-Z, Yang S. and Wu G., 2002. Free radicals, antioxidants, and nutrition.
Nutrition, 18, 872-879.
Gerhardt, A., 1992. Effects of sub-acute doses of iron (Fe) on Leptpphlebia
marginata (Insecta: Ephemeroptera). Freshw. Biol., 27, 79-84.
Ghanawi, J. and Saoud, I.P., 2012. Molting, Reproductive Biology, and Hatchery
Management of Redclaw Crayfish Cherax quadricarinatus ( von Martes 1868), Aquaculture, 358-359, 183-195.
Goddard, J.S., 1988. Food and Feeding. In: Freshwater Crayfish: Biology.
Management and Explaitation (Holdich D. M. and Lowery, R. Eds), Chapman and Hall, London, 45-166.
Gökalp., H.Y., Nas, S. and Certel, M., 1992. Biyokimya 1- Temel yapılar ve
kavramlar. Atatürk Üniversitesi Ziraat Fakültesi Yayın No:772, 466s.
Gözükara, E.M., 2001b. Biyokimya. Cilt-2, 4. Baskı, Nobel Tıp Kitapevi, İstanbul. Gözükara, E.M., 2011. Biyokimya. Nobel tıp kitapevi-İstanbul, ISBM:978-975-
420-7842, 908s.
Guoda, M., 1999. A comparative study of physiological and biochemical indices of
native European and Alien species of crayfish in Lithuania. Frashwater Crayfish, 12, 205-220.
Harlıoğlu M. M., 2004. The present situation of freshwater crayfish Astacus
leptodactylus (Eschscholtz, 1823) in Turkey. Aquaculture, 230, 181-187.
Harlıoğlu, M.M., 2000. Astacus leptodactylus (Eschscholtz, 1823)’un çiftleşme ve
yumurtlama davranışı ve stoklama yoğunluğunun çiftleşme ve yumurtlamaya etkisi. Fırat Üniv. Fen ve Müh. Bil. Dergisi, 12(1), 307-312.
He, H. and Lawrence A. L., 1993. Vitamin E requirement of Penaeus vannemei.
Aquaculture, 118, 245-255.
He, H., Lawrence L. and Liu R., 1992. evaluation of dietary essentiality of fat-
soluble vitamins, A, D, E, and K for Penaeid Shrimp (Penaeus vanamei). Aquaculture, 103, 177-185.
Holdich, D. M. and Reeve, I. D., 1988. Functional morphology and anatomy. ın:
freshwater crayfish: biology. Management and Explaitation (Holdich D. M. and Lowery, R. Eds). Chapman and Hall, London, 11-51.
Huner, J.V., Meyers,S.P. and Avault, J.W., 1975. Response and growth of
freshwater crayfish to an extruded water-stable diet. Freshwater Crayfish, 2, 149-157.
Jover, M., Fernandez-Carmona, J., Rio, M.C.D. and Soler, M., 1999. Effect of
feding cookedextrudede diets, containing different levels of protein, lipid and carbohydrate on growth of red swamp crayfish (Procambarus clarkii). Aquaculture, 178, 127-137.
Jussila, J., 1997a. Carapace mineralization and hepatopancreatic indices in natural
and cultured populations of marron (Cherax tenuimanus) in Western Australia. Marine and Freshwater Research, 48(1), 67-72
Jussila, J., 1997b. Physiologıcal responses of Astacid and Parastacid crayfishes
(Crustacea: Decapoda) to conditions of intensive culture. Universty of Kuopio, Austraalia, 140 p.
Kılınç, K., 1985. Oksijen radikalleri: Üretilmeleri, fonksyonları ve toksik etkileri.
Biyokimya Dergisi, 10, 60-89.
Kinter, M., 1995. Analytical technologies for lipid oxidation products analysis.
Journul of Chromatography B., Review, 671, 223-236.
Köksal, G., 1988. Astacus leptodactylus in Europe. İn: Freshwater Crayfish:
Biology, Management and Explaitation, (Holdich D. M. and Lowery, R., eds.), Chapman and Hall, London, 365-400 pp.
Kumlu, M., 1998. Karides, istakoz ve midye yetiştiriciliği. Çukurova Üniv. Su Ürün.
Fak., Ders Kitabı No: 6, 340 s.
Kumlu, M., 2001. Karides, İstakoz ve Midye Yetiştiriciliği Ders Kitabı, Çukurova
Üniversitesi Su Ürünleri Fakültesi Yayınları No : 6, 305s.
Lee, P.G. and Lawrence, A.L., 1997. Digestibility. In: Crustacean Nutrition.
Advances in World Aquaculture, (L.R. D’Abrabo, D.E. Conklin and D.M. Akiyama eds.), 6, 194-237.
Lowery, R.S., 1988. Growth, Moulting and Reproduction. In: Freshwater crayfish:
Biology, Management and Explaitation (Holdich D. M. and Lowery, R. Eds). Chapman and Hall, London, 83-113pp.
Lowry, O.H., Rosebrough, N.J., Farr, A.L. and Randall, R.J., 1951. Protein
Measurement With the Folin Phenol Reagent, J. Biol. Chem., 193, 265-275.A
Lushchak, V., 2012. Oxidative stress-environmental ınduction and dietary
antioxidants. Agricultural and Biological Sciences, ISBN 978-953-51-0553- 4, Published: May 2: 2012 Under CC BY 3.0 License.
Macpherson, A., 1994. Selenium, vitamin E and biological oxidation,. In Recent
Advancec in Animal Nutrition (Edited by Cole D.S. Oxford and Garniworth P.), Butterworth and Heiremann, 3-30 pp.
Mazlum, Y. ve Yılmaz, E., 2012. Tatlısu istakozulerin biyolojisi ve yetiştiriciliği.
Mustafa Kemal Üniversitesi Yayınları: 34, Hatay, 120s.
Murray, R.K., Mayes, P.A. Granner, D.K. ve Rodwell, V.W., 1993. Harper’ın
biyokimyası. Barış Kitabevi, İstanbul, 913s.
New, M.B., 1976. A review of dietary studies with shrimp and prawns. Aquaculture, 9, 101-144.
Oost, R., Beyer, J. and Vermeulen, N.P.E., 2003. Fish bioaccumulation and
biomarkes in enviromental risk assessment: a review. Environmental Toxicology and Pharmacology, 13, 57-149.
Paital, B. and Chainy, G.B.N., 2013. Seasonal variability of antioxidant biomarkes
in mud crabs (Scylla serrata). Ecotoxicology and Environmental Safety, 87, 33-41.
Peuran, S., Vuorinen, P.J., Vuorinen, M. and Hollender, A., 1994. The effects on
iron, humic acids and low pH on the gills and physiology of brown trout (Salmo trutta). Ann. Zool. Fennici, 31, 389-396.
Pisoschi, A.M. and Pop, A., 2015. The role of antioxidants in the chemistry of
oxidative stres: A review. Europan Journal of Medicinal Chemistry, 97, 55- 74.
Placer, A.Z., Linda, L.C. and Johnson, B., 1996. Estimation of productof lipid
peroxidation (malondialdehyde) in biochemical system. Anal. Biochem., 16, 359-364.
Qiao, Y.-G., Tan, B.-P., Mai, K.-S., Ai, Q.-H., Zhang, W.-B. and Xu, W., 2013.
Evaluation of ıron methionine and ıron sulphate as dietary ıron sources for juvenile cobia (Rachycentron canadum). Aquaculture Nutrition, 19, 721-730.
Ravi, F., Brenton, K. and Louis, E., 1999. Effect of a diet supplemented with cod
liver oil and sunflower oil on growth, survival and condition ındices of juvenile Cherax tenuimanus (Smith). Freshwater Crayfish, 12, 478-493.
Reynolds, J.R., 2002. Growth and reproduction. In: Biology of freshwater crayfish
(Holdich D.M., eds.). Lowa State University Press, 153-191.
Roméo, M. and Gnassia-Barelli, M., 1997. Effect of heavy metals on lipid
peroxidation in the mediterranean clam Rudetapes decussatus. Comp. Biochem. Physiol., 118C (1), 33-37.
Sarıkaya, R., Sepici-Dinçel, A., Karasu-Benli, A.Ç., Selvi, M. and Erkoç, F.,
2011. The acute toxicity of fenitrothion on Narrow-Clawed crayfish (Astacus leptodactylus Eschscholtz, 1823) in association with biomarkers of lipid peroxidation. J. Biochem. Molecular Toxicology, 25(3), 169-174.
Shiau, S-Y., 1998. Nutrient requirements of penaid shrimps. Aquaculture, 164, 77-
Skurdal, J. and Taugbol, T., 2002. Astacus. In: Biology of Freshwater Crayfish,
Holdich, D.M. (Ed.), Blackwell Science Ltd., UK, 467-510.
Sun, Y. and Oberley, W.L., 1988. Lı Y.: A Simple Method for Clinical Assay of
Superoxide Dismutase, Clin. Chem., 34, 97-500.
Suprunovich, A.W., Kadriuk, R.P., Petkevich, T.A.,Stepaniuk, I.A., Lisovskaya, W.L. and Antsupova, L.V., 1983. Biochemical characteristics of the dniester
long-clawed crayfish of astacidae family. Freshwater Crayfish, 5, 490-533.
Tan, R.K.H. and Dominy, W.G., 1997. Commercial pelleting of crustacean feeds.
In: Crustacean Nutrition, (D’Abramo, L.R., Conklin, D.E. and Akiyama, D.M.ed.), World Aquaculture Society, Louisiana, 520-549.
URL 1., 2013. http://www.dunyagida.com.tr/haber.php?nid=3143.
URL 2., 2017. http://www.atillaalpbaz.com/?o=3&y=139 .
URL 3., 2017. http://esuf.sdu.edu.tr/tr/genel/tatlısu istakozulerin-biyolojisi- 2915s.html .
Velasco, M., Lawrence, A.L. and Castille, F.L., 1999. Effect of variations in daily
feding frequency and ration size on growth of shrimp, Litopenaeus vannemei (Boone), in zero-water exchange culture tanks. Aquaculture, 179, 141-148.
Verlecar, X.N., Jena, K.B. and Chainy, G.B.N., 2008. Seasonal variation of
oxidative biomarkers in gills and digestive gland of green-lipped mussel Perna viridis from Arabian Sea. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 76, 745-752.
Vogt, G., 2002. Functional anatomy. In: Biology of Freshwater Crayfish, (Holdich,
D.M., eds.), Iowa State University Press, 53-150.
Vonk, H., J., 1960. Digestion and metabolısm. In: The Physılogy of Crustacea,
(Edited by Talbot H., Waterman), Departmand of Zoology, Yale Universıty, London, 1, 291-316.
Wang, X. and Quinn P. J., 1999. Vitamin E and it’s function in membranes.
Progress in Lipid Research, 38, 309-336.
Wang, Y., Liu, Z. and Qion, S., 2013. Effects of iron on fatty acid and astaxanthin
accumulation in mixotrophic Chromochloris zofingiensis. Biotechnol Lett, 35, 351-357.
Wilhelm Filho, D., Tribess, T., Gáspari, C., Claudio, F.D., Torres, M.A. and Magalhães, A.R.M., 2001. Seasonal changes in antioxidant defenses of the
digestive gland of the brown mussel (Perna perna). Aquaculture, 203, 149-