2.6. Hastaneler Hakkında Genel Bilgiler
2.6.1. Hastanelerin Özellikleri
A atividade de xilanases foi determinada segundo método de BAILEY et al., (1980) e os açúcares redutores, quantificados pelo método de DNS (MILLER, 1959). Uma unidade internacional (U) é definida como, a quantidade de enzimas requerida para liberar 1 micromol de açúcares redutores por minuto. A atividade de protease foi determinada pela incubação, a 30ºC durante 30 min, 1 mL de 2.5% de azocaseína preparada em tampão Tris 50 mM pH 8.0, com 1 mL de solução teste adequadamente diluída. Para paralisar a reação foi usado 8 mL de ácido tricloroacético (TCA) 5%, em seguida a mistura foi centrifugada a 15,000xg por 5 min. Mol mL-1. Foi adicionado 5 mL de solução KOH 0,5 mol mL-1 e em
seguida foi medida a absorvância a 445 nm (CHARNEY e TOMARELLI et al.,1949).
2.2.2 Análise estatística
Foi feita a análise de variância (ANOVA) e a comparação entre as médias pelo teste de Tukey (p≤ 0,05) com os resultados obtidos para volume do pão e a textura.
3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
O extrato extracelular de enzimas xilanolíticas foi produzido a partir do A. pullulans- UFMG-Bro-53 e usado neste estudo para testar sua eficiência em panificação. O extrato possui atividade de xilanase ótima a uma temperatura igual a 40°C; entretanto, a 30°C apresenta mais de 75% da atividade ótima (Cap II). Esse extrato não apresenta atividade proteolítica.
O volume é um dos parâmetros mais importantes para avaliar a qualidade do pão. A adição de enzimas xilanolíticas, presentes no extrato A. pullulans-UFMG-Bro-53, na mistura de panificação conduziu a um aumento no volume do pão de forma em relação ao controle negativo, sem adição de enzimas de 8% (TAB. 2 e FIG. 1). O maior volume obtido pelo extrato Bro-53 (1948 mL) não possui diferença significativa pelo teste de Tukey (p 0,05) da mesma concentração usada (90 U kg-1 de farinha) da mistura comercial Spring mono. A
diferença entre o aumento do volume das mesmas foi de 5% (FIG. 1). O volume específico dos pães de forma deste trabalho apresentaram valores que variaram de 4,9 (controle negativo) a 5,7 mL g-1 (enzima comercial na concentração de 180 U kg-1 de farinha). O
extrato Bro-53 na concentração de 120 U kg-1 de farinha apresentou volume específico igual
a 5,3 mL g-1, valor maior que o encontrado por JAEKEL et al. (2012) para pão de forma de
farinha branca (5,1 mL g-1) usando uma xilanase comercial, e por ISHIDA (2012), que
determinou a média do volume específico de pão de forma de farinha branca no mercado brasileiro (4,7 mL g-1).
TABELA 2 – Efeito da xilanase comercial Spring Mono e do extrato de xilanases Bro-53 no volume do pão de forma.
Xilanase U Xilanase/kg de
farinha Volume (mL)
Controle negativo 0 1783c
Spring Mono (Xyl GH 11) 90 2055ab
Spring Mono (Xyl GH11) 180 2077a
Bro-53 (extrato - Xyl GH 10 e 11) 60 1625d
Bro-53 (extrato - Xyl GH 10 e 11) 90 1948b
Bro-53 (extrato - Xyl GH 10 e 11) 120 1946b
Bro-53 (extrato - Xyl GH 10 e 11) 180 1825c
Uma concentração maior que 120 U kg-1 de farinha deixou a massa pegajosa e com
uma menor viscosidade e, consequentemente, provocou uma diminuição no volume do pão. Efeitos indesejáveis na qualidade de pão com super dosagem de uma mesma enzima já foram relatados por vários autores (MCLEARY, 1986; MAAT et al., 1992; SI, 1997; COURTIN e DELCOUR, 2002); contrariamente, esses efeitos não foram encontrados por JIANG et al. (2005).
FIGURA 1 – Efeito de concentrações diferentes de xilanase comercial Spring Mono e do extrato de xilanases Bro-53 no volume do pão de forma e percentagem média (%) de aumento em relação ao controle negativo.
Em relação à firmeza (TAB. 3), os pães com preparações enzimáticas apresentaram resultados menores quando comparados ao controle negativo, um dia após o processamento, ou seja, com o pão ainda fresco. A preparação enzimática Bro-53 usando 90 U kg-1 de farinha reduziu 37,4% da firmeza do miolo quando comparado com o controle
negativo. A enzima comercial usando o dobro da concentração reduziu 43,8% da firmeza. O aumento do volume do pão possivelmente está relacionado com a diminuição da firmeza do miolo. Muitos estudos indicam que as xilanases podem reduzir a firmeza inicial do miolo do pão (MARTÍNEZ-ANAYA et al., 1997; LAURIKAINEN et al., 1998; JIANG et al., 2005).
Volume Controle (-) SM 90 U/kg SM 180 U/kg Bro-53 90 U/kg Bro-53120 U/kg Aumento 13% 14% 8% 8%
TABELA 3 – Efeito da xilanase comercial Spring Mono e do extrato de xilanases Bro-53 na firmeza do miolo do pão de forma.
Xilanase U Xilanase/kg de
farinha Firmeza (g)
Controle negativo 0 312a
Spring Mono (Xyl GH 11) 90 189bc
Spring Mono (Xyl GH11) 180 175c
Bro-53 (extrato - Xyl GH 10 e 11) 90 195bc
Bro-53 (extrato-Xyl GH 10 e 11) 120 240b
Médias indicadas pela mesma letra não diferem a 5% de probabilidade pelo teste de Tukey.
O endurecimento do miolo pode ser atribuído a diferentes formas de cristalização do amido, mudanças estruturais nas proteínas e xilanases e ainda na perda de umidade do pão depois do processamento (OVADIA e WALKER, 1996; ESTELLER et al., 2004).
A eficiência do extrato de xilanases (GH10 e GH11) produzido por A. pullulans UFMG-Bro-53 poderia apresentar um melhor efeito, perante a adição da fração pura da xilanase GH 11. Essa hipótese é baseada no fato que xilanases GH 10 a partir de uma Candida adeliae TAE85 não foram efetivas na melhoria da qualidade da massa (COLLINS et al., 2005). Enzimas dessa família parecem agir na arabinoxilana solúvel em água. Segundo BIELY et al. (1993; 1997), enzimas GH10 degradam a xilana a um maior grau e, de fato, a sua utilização na panificação conduz frequentemente a massas pegajosas indesejáveis e a uma perda excessiva de capacidade de retenção de água devido ao excesso de hidrólise da arabinoxilana quer solúvel quer insolúvel (ROUAU et al., 1994; SORENSEN et al, 2004).
A enzima endoxilanase comercial Spring Mono GH11 de um Thermomyces lanuginosus foi usada neste ensaio como controle positivo e, como esperado, teve um efeito positivo em relação ao aumento do volume do pão de forma e à redução à firmeza do miolo. De fato, todas as xilanases comerciais usadas em panificação industrial parecem pertencer a GH 11 (TAB. 4).
Este estudo demonstrou que a adição de xilanases produzidas a partir do A. pullulans-UFMG-Bro-53 na massa provocou efeitos positivos na qualidade do pão de forma, sendo, portanto, uma importante fonte de enzimas xilanolíticas com aplicações promissoras na indústria de alimentos, nomeadamente, em panificação.
TABELA 4 – Exemplos de enzimas comerciais comuns usadas em panificação Produtor de Enzima Preparação
Xilanase Micro-organismo GH (Família)
AB enzymes Veron® 191 Aspergillus niger 11
Belden Puratos
Veron® Special Bacillus subtilis 11 Bel’ase B210 Bacillus subtilis 11 Bel’ase F25 Aspergillus niger 11
Danisco
Grindamyl TM H Aspergillus niger 11
GrindamylTM
Powerbake
Bacillus subtilis 11
DSM
Bakezyme® HS Aspergillus niger 11 Bakezyme® BXP Bacillus subtilis 11
Genencor Intl.
Multifect® Xylanase Trichoderma reesei 11 Multifect® XL Trichoderma reesei 11
Novozymes Pentopan Mono* Thermomyces
lanuginosus 11
*
Mesma designação para Spring Mono como informado pela Novozyme-Brasil Fonte: COLLINS et al., 2005CONCLUSÕES
Os materiais lignocelulósicos, como a madeira e o bagaço de cana-de-açúcar em decomposição, são uma importante fonte de exploração para o isolamento de leveduras potencialmente produtoras de enzimas xilanolíticas. Neste trabalho foram obtidos 358 isolados de leveduras a partir destes materiais, dos quais 21% exibiram atividade xilanolítica em meio sólido com xilana. Estes isolados produziram maiores níveis de atividade usando xilana como indutor.
Embora as leveduras obtidas neste estudo tenham apresentado atividades xilanolíticas inferiores às usualmente obtidas com fungos filamentosos as condições de produção destas enzimas podem ser otimizadas e sujeitas a caracterização e testes de aplicação específica. A identificação de características únicas tais como temperatura ótima de atividade, especificidade e estabilidade, em detrimento de atividade específica elevada, pode permitir uma potencial aplicação biotecnológica destas leveduras.
O extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 foi identificado como um potente produtor de xilanases, tendo sido caracterizado após indução por xilana. Este extrato exibiu uma atividade de xilanase semelhante a 30 e 50°C, o que poderá favorecer a sua aplicação em processos de hidrólise enzimática de biomassa associada a processos fermentativos (SSF) e em processos de panificação. O extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 apresentou atividade máxima a 40°C e possui mais de 70% dessa atividade a 30°C. A faixa ótima de pH (4-5) deste extrato também favorece a aplicação nos processos acima indicados, uma vez que coincide com o pH ótimo para crescimento de leveduras e para o processo de panificação (semelhante ao pH da massa).
A adsorção enzima-substrato resultou em uma maior estabilidade das enzimas xilanolíticas do extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53.
O fracionamento do extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 mostrou a presença de mais de uma proteína com atividade xilanolítica, sendo a fração de 22 kDa a mais abundante do extrato, contribuindo, com as suas características específicas para definir perfil de temperatura e pH do extrato (ótimos a 40ºC, pH 4,0).
O extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 mostrou ter especificidade de substrato (xilana), não apresentando atividade celulolítica e nem proteolítica.
O extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 mostrou maior eficiência na hidrólise de xilana beechwood (2% p/v) e de palha de trigo pré-tratada (10% p/v em sólidos) quando comparado com a hemicelulase comercial Cellic HTec2, atingindo rendimento em xilose 5 vezes superior com palha de trigo.
A suplementação de celulases comerciais (e.g. Cellic CTec2) com hemicelulases como a Cellic HTec2 e o extrato A. pullulans UFMG-Bro-53 aumenta não só o rendimento de hidrólise da xilana como também da celulose em palha de trigo pré-tratada. Este fato evidencia a importância das xilanases na degradação e valorização da biomassa lignocelulósica.
O extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53 possui alto potencial para ser usado em experimentos de SSF, por apresentar alta atividade a temperaturas de 30-35ºC. Nos experimentos de SSF usando xilana beechwood como substrato, o extrato da XBro foi determinante na produção de etanol por Spathaspora passalidarum UMFG-HMD-1.1 (rendimento de 0,2 g g-1), com atuação eficiente na degradação de xilana a xilose, com um
rendimento de hidrólise estimado em 66% em SSF (contra 17% em hidrólise enzimática). Esse fato demonstra que a sacarificação e a fermentação em simultâneo aumenta a extensão da hidrólise enzimática por remoção da inibição pelo(s) produto(s) da hidrólise.
A associação da levedura Sp. passalidarum UFMG-HMD1.1 a uma celulase comercial (Cellic CTec2) suplementada com o extrato XBro promoveu também uma melhoria no rendimento de conversão da palha de trigo a etanol(por comparação com Sc. cerevisiae Ethanol Red e Cellic Ctec2) uma vez que o extrato terá aumentado a disponibilidade de xilose, que poderá ser fermentada por Sp. passalidarum.
As xilanases presentes no extrato extracelular de A. pullulans UFMG-Bro-53, com atividade significativa a temperaturas de 25-30ºC, contribuiram para a qualidade da massa dos pães de forma, com resultados significativos no aumento do volume do pão e na redução da firmeza do seu miolo.
Com este trabalho ficou demonstrado o potencial de aplicação de xilanases de leveduras ou fungos leveduriformes em processos biotecnológicos que operam a temperaturas de 25-
35ºC como a produção de etanol lignocelulósico por sacarificação e fermentação simultânea (SSF) e a panificação.
REFERÊNCIAS BIBLIOBRÁFICAS
Agbogbo, F.K.; Coward-Kelly, G. Cellulosic ethanol production using the naturally occurring xylosefermenting yeasts, Pichia stipitis. Biotechnology Letters. v.30, p.1515–1524, 2008. Ahuja, S,; Ferreira,G,; Moreira, A. Utilization of enzymes forenvironmental applications. Crit Rev Biotechnol. v. 24, p.125–154. 2004.
Alén, R. Structure and chemical composition of wood. In: Stenius, P. (Ed.), Forest Products Chemistry. Fapet Oy, Helsinki. p. 12-57, 2000.
Allison, R.W,; Clark, T.A,; Ellis, M.J. Process Effects on the Response of Softwood Kraft pulp to Enzyme Assisted Bleaching. Appita Journal. v.48, p. 201-206, 1995.
Almeida, J.R.M,; Modig, T,; Petersson, A,;Hahn-Hagerdal, B,; Liden, G,; Gorwa-Grauslund, M.F. Increased tolerance and conversion of inhibitors in lignocellulosic hydrolysates by Saccharomyces cerevisiae. J. Chem. Technol. Biotechnol. 82 (4), 340–349, 2007.
Alvira, P,; Tomás-Pejó, E,; Ballesteros, M,; Negro, M.J. Pretreatment technologies for an efficient bioethanol production process based on enzymatic hydrolysis: A review. Bioresource Technology. v. 101, p. 4851-4861, 2010.
Alvira, P,; Tomás-Pejó, E,; Negro, M.J,; Ballesteros, M. Strategies of xylanase supplementation for an efficient saccharification and cofermentation process from tretreated wheat straw. American Institute of Chemical Engineers.v.27,n.4,p.944-50, 2011.
Amore, R.; Kotter, P.; Kuster, C.; Ciriacy, M.; Hollenberg, C. Cloning and expression in Saccharomyces cerevisiae of the NAD(P)H-dependent xylose reductase-encoding gene (XYL1) from the xylose-assimilating yeast Pichia stipitis. Gene. v.109, p. 89-97, 1991.
Andrade, S.V,; Polizeli,; M.L.T.M,; Terenzi, H.F,; Jorge, J.A. Effect of carbon source on the biochemical properties of b-xylosidases produced by Aspergillus versicolor. Process Biochem.v. 39, p.1931-1938, 2004.
Atkins, E.D.T.Three dimensional structure, interactions interactions and properties of xylans. In: Xylan and Xylanases (Visser, J., Beldman, G., Someren, M.A.K. and Voragen, A.G.J., Ed.), p. 21-39. Elsevier, Amsterdam, 1992.
Autio, K. Effects of cell wall components on the functionality of wheat gluten. Biotechnology Advances. v. 24, p. 633–635, 2006.
Awafo, V.A,; Chahal, D.S,; Simpson, B.K. Optimization of ethanol production by Saccharomyces cerevisiae (ATCC 60868) and Pichia stipis Y-7124: A response surface model for simultaneous hydrolysis and fermentation of wheat straw. J. Food Biochem. v. 22, p. 489-510, 1998.
Bacovsky D, Ludwiczek N, Ognissanto M, Wörgetter M: Status of Advanced Biofuels Demonstration Facilities in 2012. In Status of Advanced Biofuels Demonstration Facilities in 2012: A Report to IEA Bioenergy Task 39. Ottawa, ON: IEA Bioenergy Task 39; 2013.
Bailey, J.M.; Biely, P.; Pountanen. K. Inter-laboratory testing of methods for assay of xylanases activity. Journal Biotechnology. v. 23, p.257-270, 1992.
Baillet, E,; Downey, G,; Tuohy, M. Improvement of texture and volumein white bread rolls by incorporation of microbial hemicellulase preparations, In: Courtin, C.M.; Veraverbeke, W.S.; Delcour, J.A. (Eds.), Recent Advances in Enzymes in Grain Processing. Laboratory of Food Chemistry. Katholieke Universiteit Leuven, Leuven, p. 255–259, 2003.
Bajpai, P. Microbial xylanolytic enzyme system: properties and application. Adv Appl Microbiol. v. 43, p. 141-194, 1997.
Baldrian, P.; Valaskova, V. Degradation of cellulose by basidiomycetous fungi FEMS Microbiol Rev. v. 32, p. 501-521, 2008.
Banerjee, G; John S. Scott-Craig, J. S; Walton, J. D. Improving Enzymes for Biomass Conversion: A Basic Research Perspective. Bioenerg. Res. v.3, p. 82-92, 2010.
Bãnos, R,; Manzano-Agugliano, F,; Montoya, F.G,; Gil, C,; Alcayde, A,; Gómez, J. Optimization methods applied to renewable and sustainable energy: a review. Renewable and Sustainable Energies Review.v.15, p. 1753-1766, 2011.
Basaran, P,; Hang, Y.D,; Basaran, N,; Worobo, R.W. Cloning and heterologous expression of xylanase from Pichia stipitis in Escherichia coli. J Appl Microbiol. v.90, p.248-255, 2001. Barz, M,; Delivand, M.K. Rice Straw – A Promising Bioenergy Source in Thailand and Other Asian Countries, Proceedings of the International Conference on Innovations for Renewable Energy (IRE 2010) Hanoi, Vietnam, 2010.
Barz, M,; Delivand, M.K. Agricultural Residues as Promising Biofuels for Biomass Power Generation in Thailand. Journal of Sustainable Energy & Environment Special. p.21-27. 2011.
Bastawde, K.B. Xylan structure, microbial xylanases, and their mode of action. Word Journal of Microbiology & Biotecnology, Oxford, v.8, n.4, p.353-368, July 1992.
Bastawde, K. B.; Puntambekar, U. S.; Gokhale, D. V. Optimization of cellulase-free
xylanase production by a novel yeast strain. J. Ind. Microb. Biotechnol. v.13, n.4, p.220-224, 1994.
Beg, Q.K,; Bhushan, B,; Kapoor, M,; Hoondal, G.S. Enhanced production of a thermostable xylanase from Streptomyces sp. QG-11-3 and its application in biobleaching of eucalyptus kraft pulp. Enzyme Microb Technol. v. 27, p. 459-466, 2000.
Beg, Q.K.; Kappor, M.; Mahajan, L.; Hoondal, G.S. Microbial xylanases and their industrial applications: a review. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.56, n.3-4, p.326- 338, 2001.
Berlin, A,; Gilkes, N,; Kilburnn, D,; Bura, R,; Markov, A,; Okunev, O,; Gusakov A,; Maximenko, V,; Gregg, D,; Saddler, J. Evaluation of novel fungal cellulose preparation for ability to hydrolyse softwood substrate-evidence of the role of accessory enzymes. Enzyme Microbial Technology. v. 37, p. 175-184, 2005.
Bhadra, B.; Rao. S.R.; Pavan. E. K.; Partha. K.; Shivaji. S. Yeasts and Yeast-Like Fungi Associated with Tree Bark: Diversity and Identification of Yeasts Producing Extracellular Endoxylanases. Centre for Cellular and Molecular Biology. Uppal. Road, 2008.
Biely, P,; Vrsanská, M,; Krátký, Z. Xylan-degrading enzymes of the yeast Cryptococcus albidus. Identification and cellular localization. Eur J Biochem. v. 108, p. 313-321, 1980
Biely, P. Microbial xylanolytic systems. Trends in biotechnology, Amsterdam, v. 3, n. 11, p. 286-290, Nov. 1985.
Biely, P.; Kluepfel, D.; Morosoli, R.; Shareck, F. Mode of action of three endo-beta-1,4- xylanases of Streptomyces lividans. Biochimica et Biophysica Acta. v.1162, p. 246–254, 1993.
Biely, P.; Vrsanska, M.; Tenkanen, M.; Kluepfel, D. Endo-beta-1,4- xylanase families: differences in catalytic properties. Journal of Biotechnology. v. 57, p. 151–166, 1997.
Blanchette, R.A,; Shaw, C.G. Associations among bacteria, yeasts and basidiomycetes during wood decay. Phytopathology. v. 68, p.631-637, 1978.
Boussaid, A,; Robinson, J,; Cai, Y,; Gregg, D.J,; Saddler, J.N. Fermentability of the hemicellulose-derived sugars from steam-exploded softwood (Douglas fir). Biotechnol. Bioeng. v.64, n.3, p.284-289, 1999.
Bradford, M. M. A. Rapid and sensitive method for quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principlle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry.v. 72, p. 248- 254, 1976.
Breen, A,; Singleton, F.L. Fungi in lignocellulose breakdown and biopulping. Cuurrent Opin. Biotechnology. v.3, p. 252-258, 1999.
Brunner A. L,; Beck A. H,; Edris B., Sweeney R. T,; Zhu S. X,; Li R., et al. Transcriptional profiling of lncRNAs and novel transcribed regions across a diverse panel of archived human cancers. Genome Biol. 13, R75, 2012.
Bull, A.T,; Goodfellow, M,; Slater, J.H. Biodiversity as asource of innovation in biotechnology. Ann Rev Microbiol.v. 46, p. 219-252, 1992.
Butinar, L,; Santos, S,; Spencer-Martins I,; Oren, A,; Gunde-Cimeraman, N. Yeast diversity in hypersaline habitats. FEMS Microbiol Lett. v.244, p.229-234, 2005.
Cadete, R.M,; Santos, R.O,; Melo, M.A,; Mouro, A,; Gonçalves, D.L,; Stambuk, B.U,; Gomes, F.C.O,; Lachance, M-A,; Rosa, C.A. Spathaspora arborariae sp. nov., 578 a D- xylose-fermenting yeast species isolated from rotting wood in Brazil. FEMS. 579 Yeast Res. v. 9, p. 1338-1342, 2009.
Cadete, R.M,; Melo, M.A,; Lopes, M.R,; Pereira, G.M.D,; Zilli, J.E,; Vital, M.J.S,; Gomes, F.C.O,; Lachance, M-A,; Rosa, C.A. Candida amazonensis sp. nov., an 586 ascomycetous yeast isolated from rotting wood in the Amazonian forest. Int. J. 587 Syst. Evol. Microbiol. 62, 1438–1440, 2012.
Cadete, R,M,; Melo, M,A,; Dussán, K,J,; Rodrigues, C,L,B,; Silva, S, S,; Zilli, J, E,; Viltal, M,J,S,; Gomes, F,C,O,; Lachance, M-A,; Rosa, C,A. Diversity and Physiological Characterization of D-Xylose-Fermenting Yeasts Isolated from the Brazilian Amazonian Forest. Plos one.v.7,p1-11, 2012.
Canilha, L,; Carvalho, W,; Felipe, M.G.A,; Silva, J.B.A,; Giulietti, M. Ethanol production from sugarcane bagasse hydrolysate using Pichia stipitis. Applied Biochemistry and Biotechnology. v.161, p. 84-92, 2010.
Cantarel, B.L,; Coutinho, P.M,; Rancurel, C,; Bernard, T,; Lombard, V,; Henrissat, B. The Carbohydrate-Active EnZymes database (CAZy): an expert resource for glycogenomics. Nucleic Acids Res. v.37, p. 233–238, 2009.
Cardona, C.A,; Sánchez, O.J. Fuel ethanol production: process design trends and integration opportunities. Bioresource Technology. v.98, p.2415-2457, 2007.
Cardona, C.A.; Quintero, J.A,; Paz, I.C. Production of bioethanol from sugarcane bagasse: status and perspectives. Bioresource Technology. v.101, p.4754-4766, 2010.
Carmona, C.E,; Braga, M. R. B,; Kleiner, A. A. P,; Jorge, J. A. Purification and biochemical characterization of na endoxylanase from Aspergillus versicolor. Fems Microbiology Letters, Amsterdan, v.166, n.2, p.311-315, 1998.
Carrasco, M,; Rozas, J.M,; Barahona, S,; Alcaíno, J,; Cifuentes, V,; Baeza, M. Diversity and extracelular enzymatic activities of yeasts isolated from King George Island, the sub
Antartic region. BMC Microbiol. v. 12, p. 251, 2012.
Carvalheiro, F,; Esteves, M.P,; Parajo, J.C,; Pereira, H,; Girio, F.M. Production of oligosaccharides by autohydrolysis of brewery’s spent grain. Bioresour. Technol. v. 91, n.1, p. 93-100, 2004.
Carvalheiro, F,; Duarte, L.C and Gírio, F.M. Hemicellulose biorefineries: a review on biomass pretreatments. Journal of Scientific & Industrial Research v. 67, p.849-86, 2008. Carvalheiro, F,; Silva-Fernandes, T,; Duarte, L.C,; Gírio, F.M. Wheat straw autohydrolysis: process optimization and products characterization. Appl. Biochem. Biotechnol. v.153 (1–3), 84–93, 2009
Chandel, A.K,; Singh, O.V,; Chandrasekhar G,; Rao, L.V,; Narasu, M.L. Key drivers influencing the commercialization of ethanol based biorefineries. Journal Commercial Biotechnology.v. 16, p. 239-257, 2010.
Charney, J and Tomarelli, R.M. A colorimetric method for the determination of the proteolytic activity of duodenal juice. Wyeth Institute of Applied Biochemistry, and the Nutritional Service, University of Pennsylvania Hospital, Philadelphia, 1949.
Cherubini, F. The biorefinery concept: Using biomass instead of oil for producing energy and chemicals. Energy Conversion and Management. v. 51, p.412-1421, 2010.
Chi, Z,; Chi, Z,; Liu, G,; Wang, F,; Ju, L,; Zhang, T. Saccharomycopsis fibuligera and its applications in biotechnology. Biotechnology Advances. v. 27, p. 423-431, 2009a.
Chi, Z,; Wang, F,; Chi Z,; Yu, L,; Liu, G,; Zhang, T. Bioproducts from Aureobasidium pullulans biotechnologically important yeast. Appl. Microbiol. Biotechnol. v.82, p. 793-804, 2009b.
Chundawat, S. P.S,; Beckham G.T,; Himmel, M.E,; Dale, B.E. Deconstruction of
Lignocellulosic Biomass to Fuels and Chemicals. Annu. Rev. Chem. Biomol. Eng. v. 2, p. 6.1-6.25, 2011.
Collins, T,; Gerday, C,; Feller, G. Xylanases, xylanase families and extremophilic xylanases. FEMS Microbiol Rev. v. 29, p. 3-23, 2005a.
Collins, T,; Hoyoux, A,; Dutron, A,; Georis, J,; Genot, B,; Dauvrin, T,; Arnaut, F,; Gerday, C,; Feller, G. Use of glycoside hydrolase family 8 xylanase in baking. Journal of Cereal Science. v. 43, p. 79-84, 2005b.
Costa, M. G. et al. Qualidade tecnológica de grãos e farinhas de trigo nacionais e importados. Revista de Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 28, n. 1, p. 220-225, 2008. Coughlan, M.P,; Hazlewood, G.P. Chemistry of hemicelluloses: relationship between hemicelluloses structure and enzymes required for hydrolysis. In: Hemicellulose and Hemicellulases , Portland Press, London, p. 1-27, 1993a.
Coughlan, M.P,; Hazlewood, G.P. β-1,4-D-xylan-degrading enzyme systems: biochemistry, molecular biology and applications. Biotechnology and Applied Biochemistry, v.17, p.259– 289, 1993b.
Courtin, C.M,; Roelants, A,; Delcour, J.A. Fractionation-reconstitution experiments provide insight into the role of endoxylanases in breadmaking. Journal of Agricultural and Food Chemistry. v.47, p.1870–1877, 1999.
Courtin, C.M,; Delcour, J.A. Relative activity of endoxylanases towards water extractable and water-unextractable arabinoxylan. Journal of Cereal Science. v.33, p. 301-312, 2001.
Courtin, C. W. and Delcour, J.A. Arabinoxylans and endoxylanases in wheat flour bread- making. Journal of Cereal Science. v. 35, p. 225–243, 2002.
Courtin, C.M,; Veraverbeke, W.S,; Delcour, J.A. (Eds.), Recent Advances in Enzymes in Grain Processing. Laboratory of Food Chemistry. Katholieke Universiteit Leuven, Leuven, pp. 241–245, 2003.
Cunha-Pereira, F,; Hickert, L.R,; Sehnem, N.T,; de Souza-Cruz, P.B,; Rosa, C.A,; Ayub, M.A.Z. Conversion of sugars present in rice hull hydrolysates into ethanol by Spathaspora arborariae,Saccharomyces cerevisiae, and their co-fermentations. Bioresource Technology. v.102, p.4218-4225, 2011.
De Vries, R.P,; Kester, H.C,; Poulsen, C.H,; Benen, J.A,; Visser, J. Synergy between enzymes from Aspergillus involved in the degradation of plant cell wall polysaccharides. Carbohydr. Res. p.327- 401, 2000.
Dien, B.S,; Cotta, M.A,; Jeffries, T.W. Bacteria engineered for fuel ethanol production: current status. Appl. Microbiol. Biotechnol. v. 63 (3), p.258–266, 2003.
Duarte, J.C,; Costa-Ferreira, M. Aspergilli and lignocellulosics: Enzymology and biotechnological applications. FEMS Microbiology Reviews, V.13, p. 377-386, 1994.
Ebringerová, A,; Hromadkova, Z,; Heinze, T. Hemicellulose. Adv. Polym. Sci. v. 186, p. 1-67, 2005.
Elleuche S., Piascheck H., Antranikian G."Fusion of the OsmC domain from esterase EstO confers thermolability to the cold-active xylanase Xyn8 from Pseudoalteromonas arctica." Extremophiles. v. 15, p. 311-317, 2011.
Eriksson, K.E.L,; Bermek, H. Lignina, lignocellulose, ligninase. Applied Microbiology: Industrial. P. 373-384, 2009.
Esteller, M.S. Fabricação de pães com reduzido teor calórico e modificações reológicas ocorridas durante o armazenamento. 2004. Dissertação (Mestrado em Ciências Farmacêuticas) - Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Universidade de São Paulo, São Paulo. 2004.
Esteller, M.S. et al. Uso de açúcares em produtos panificados. Ciência e Tecnologia de Alimentos. v. 24, n. 4, p. 602-607, 2004.
Fang, Z,; Zhen, Y.R,; Neumann, O,; Polman, A,; Garcı ´a de Abajo, F.J,; Nordlander, P,; Halas, N.J. Evolution of light-induced vapor generation at a liquid-immersed metallic nano particle. Nano Lett. v.13, p.1736-1742, 2013.
Fengel, D.; Wegener, G. Wood-Chemistry, Ultrastructure, Reactions. Ed: Walter de Gruyter. Berlin, New York, USA, p. 613, 1989.
Ferreira, A.D.; Mussato, S.I.; Cadete, R.M.; Rosa, C.A.; Silva, S.S. Ethanol production by a newpentose-fermenting yeast strain, Scheffersomyces stipitis UFMG-IMH 43.2, isolated from the Brazilian forest. Yeast. v.28, p.547-554, 2011.
Fonseca, C.; Olofsson, K.; Ferreira, C.; Runquist, D.; Fonseca, L.L.; Hahn-Hägerdal, B.; Lidén, G.; The glucose/xylosefacilitator Gxf1 from Candida intermedia expressed in a xylose- fermenting industrial strain of Saccharomyces cerevisiae increases xylose uptake in SSCF of wheat straw. Enz and Microbiol Technol.v. 48, p.518-525, 2011.
Frederick, M. M,; Kiang, C.-H,; Frederick, J. R. and Reilly, P. J. Purification and characterization of endo-xylanases from Aspergillus niger. I. Two isozymes active on xylan