3. BULGULAR VE TARTIŞMA
3.2. Nötral lipid içeriğinde meydana gelen değişimler
3.2.2. Flow sitometri cihazı ile elde edilen nötral lipid bulguları 37
Flow sitometri cihazı nile red floresans boyası ile boyanan nötral lipid miktarındaki değişimi takip etmek amacıyla kullanılmıştır (Cabanelas vd., 2016).
Flow sitometri verileri incelendiğinde S.regularis ve S.obliquus türlerinde en çok nötral lipit miktarı azot açlığı grubunda gözlemlenmiştir (Şekil 3.6, Şekil 3.7.).
11137
12778
18094 15655
17599 17853
K 5X
N-FLORESANS İNTENSİTESİ S. obliquus S. regularis
38
S.regularis türünün kontrol, azot açlığı grubu ve azot tokluğu gruplarında nötral lipit miktarları sırasıyla %27.2, %77.4, %32.3 bulunmuştur.
S.regularis türünün azot açlığı ve azot tokluğu uygulanan gruplarında kontrol grubuna göre nötral lipit oranında artış olduğu (Şekil.3.6)’da gösterilmiştir.
S.obliquus türünün kontrol grubunda nötral lipit oranı %10.4, azot açlığı grubunda %44.1, azot tokluğu grubunda %3.0 olarak ölçülmüştür (Şekil 3.7.).
Şekil 3.5. S.regularis kontrol, azot açlığı ve azot tokluğu gruplarına ait nötral lipid flowsitometri kromatogram
39
Şekil 3.6. S.obliquus kontrol, azot açlığı, azot tokluğu gruplarına ait nötral lipid flowsitometri kromatogramı
Floresans spektroskopi ile tüm gruplarda tespit edilen nötral lipit miktarları flow sitometri cihazında da benzer değerlerde ölçülmüştür.
Yalnızca S.obliquus türünün azot tokluğu grubundaki nötral lipit miktarı, kontrol grubuna göre düşük değerde bulunmuştur (Çakmak,2014).
40
Floresans spektroskopi ve flow sitometri cihazları metod olarak karşılaştırıldığında iki cihazında nötral lipit miktarı ölçümlerinin birbirleri ile tutarlı sonuçlar verdiği literatürde bilinmekle olup, yapılan çalışma ile de tespit edilmiştir.
Nötral lipit boyaması için kullanılan Nile red boyası floresans spektroskopi cihazı için önerilmiş olmasına karşın çalışmamızda flow sitometri analizi için de kullanılmış ve benzer sonuçlar elde edilmesinden dolayı flow sitometri cihazında nötral lipit bakılması için uygun olabileceği öngörülmüştür.
3.3. Yağ asidi profilinde meydana gelen değişimlerin belirlenmesi
Azot elementinin hiç bulunmadığı ve Azot elementinin 5x konsantrasyonda bulunduğu ortamlarda inkübasyona bırakılan mikroalglerin yağ asidi profillerinde meydana gelen değişimlerini belirlemek amacı ile inkübasyonun 20.gününde alınan örnekler GC-FID cihazı ile incelenmiştir.
S.regularis ve S.obliquus türlerine ait çalışılan grupların yağ asidi profili çizelge 3,1’de verilmiştir. Ayrıca bu gruplara ait toplam SFA, MUFA, PUFA sonuçları ek olarak gösterilmiştir. Bu sonuçlara göre S.regularis türüne ait FAME profilinin çalışılan gruplara göre meydana gelen değişimleri, kontrol grubunda kaprilik asit (SFA) gözlenmezken, tokluk grubunda yaklaşık %4,98 oranında artışla gözlenmiştir. Palmitoleik asit (MUFA) kontrol grubunda gözlenmezken, tokluk grubunda yaklaşık %7,53 oranında artışla gözlenmiştir.
Elaidik asit (MUFA) kontrol grubunda gözlenmezken azot açlığı uygulanan grupta %0,16 oranında artış göstermiştir. Cis-11 eikosinoik asit (MUFA) kontrol grubunda gözlenmezken açlık grubunda %8,26, tokluk grubunda ise
%5,50 oranında artış gözlemlenmiştir. Behenik asit (SFA) kontrol ve Azot açlığı uygulanan gruplarda gözlenmezken Azot artırımı uygulanan grupta
%8,77 oranında artış gözlemlenmiştir. Tikosanoik asit (SFA) kontrol grubunda gözlenmezken açlık grubunda %2,86, tokluk grubunda ise %3,79 oranında artış göstermiştir. Laurik asit (SFA) tokluk grubunda görülmezken açlık grubunda %7,68 oranında gözlemlenmişir. Pentadekanoik asit (SFA)
41
azot açlığı uygulanan grupta görlümezken tokluk grubunda %4,48oranında artmıştır. Cis-10-heptadecanoik asit (MUFA) kontrolde gözlenmezken açlıkta eser miktarda toklukta ise %4,48 oranında artış göstermiştir.
S.obliquus türünde tridekanoik asit (SFA)kontrol grubunda gözlenmezken tokluk grubu ve açlık grubunda sırasıyla %6,69, %0,31 oranlarında artış göstermiştir. Myristik asit (SFA)miktarı kontrol ve açlık gruplarında bulunmazken azot tokluğu uygulanan grupta %3,07 oranında oluşum göstermiştir. Cis-10-hepadekanoik asit (MUFA) kontrol grubunda gözlenmezken, açlık ve tokluk gruplarında sırasıyla %1,38, %2,31 oranında oluşum göstermiştir. Ayrıca stearik asit, elaidik asit, oleik asit, linoleik asit, linoleaidik asit, arakidik asit, gamalinolenik asit, henekosanoik asit miktarları açlık ve tokluk grubunda eser miktarda oluşum göstermiştir. Nervonik asit (MUFA) miktarı kontrol grubunda gözlemlenmezken açlık grubunda %35,77 oranında artış sergilemiştir (Çizelge 3.1.).
Çalışılan iki türün kontrol grubu dahil deney gruplarının hepsinde SFA ve MUFA değerleri PUFA değerinden fazla bulunmuştur. Ayrıca tüm gruplarda SFA ve MUFA toplamının %75’den yüksek olduğu, PUFA değerlerinin ise %4’den az olduğu gözlemlenmiştir. Linolenik asit miktarı çalışıln tüm gruplarda %12’ den az bulunmuştur (Çizelge 3.1.). Bu sebeple S.regularis ve S.obliquus türlerinin tüm gruplarının biyodizel kalitesi açısından kullanılabilirliği öngörülmüştür.
42
Çizelge 3.1. S.regularis ve S.obliquus türlerinin FAMEs içeriklerinde meydana gelen miktarsal değişimler.
YAPISI K-REG N-REG 5X- REG K-OBL N- OBL 5X-OBL
butyric acid SFA 0,93 0 0 2,23 1,28 2,07
caprylic acic SFA 0 0 4,98 55,37 30,2 39,63
capric acid SFA 0 0 0 1,59 0 0
undecanoic acid SFA 1,85 0 1,7 0 0 0
lauric acid SFA 6,43 7,68 0 5,14 5,39 5,54
tridecanoic acid SFA 1,51 1,12 1,58 0 0,31 6,69
m yristic acid SFA 0,61 0 0 0 0 3,07
m yristoleic acid MUFA 9,32 23,53 7,22 26,12 16,56 19,33
pentadecanoic acid SFA 0,99 0 4 0 0 0
cis-10-pentadecanoic acid MUFA 0 0,18 4,48 0 0 0
palm itic acid SFA 1,76 0 0,57 0 0 0
palm itoleic acid MUFA 0 0 7,53 9,55 3,98 8,34
heptadecanoic acid SFA 3,78 0,12 5,34 0 0,16 0
cis-10-heptadecanoic acid MUFA 2,12 0 6,14 0 1,38 2,31
stearic acid SFA 5,16 6,21 4,82 0 0,07 0
Elaidic acid MUFA 0 0,16 0 0 0,85 1,48
oleic acid MUFA 5,57 7,71 6,19 0 0,13 0,79
linolelaidic acid PUFA 1,48 0 0,62 0 0,51 1,2
linoleic acid PUFA 0,21 0 0 0 0 0,2
arachidic acid SFA 7,61 9,1 4,58 0 0,33 3,15
gam a-linolenic acid PUFA 5,12 0 0,09 0 0,79 1,33
cis-11eicosenoic asid MUFA 0 8,26 5,5 0 0,96 3,17
linolenik asit PUFA 0 0 0 0 0 0,92
heneicosanoic acid SFA 4,65 2,04 7,01 0 0 0,11
behenic acid SFA 0 0 8,77 0 0 0
cis-8,11,14-eicosatrienoic acid PUFA 0 0 1,49 0 0,52 0
erucic asid MUFA 4,37 5,69 6,09 0 0 0
arachidonic asid PUFA 0 0 0 0 0 0
CİS-11,14,17-eicosatrienoic acid PUFA 0 0 0 0 0 0
tricosanoic asid SFA 0 2,86 3,79 0 0 0
cis-13,16- docosadienoic acid PUFA 0 0,62 0,17 0 0,06 0
cis-5,8,11,14,17-eicosapentaenoicate PUFA 2,58 0 1,19 0 0,74 0,67
nervonic asid MUFA 33,94 24,09 5,22 0 35,77 0
cis-4,7,10,13,16,19-docosahexaenoicate PUFA 0 0,61 0,94 0 0 0
Toplam SFA 35,28 29,14 47,14 64,34 37,74 60,28
Toplam PUFA 4,27 1,23 2,91 0 1,31 2,99
Toplam MUFA 55,34 69,63 48,37 35,66 59,64 35,41
43
Şekil.3.7.S.regularis ve S.obliquus türlerinin kontrol, azot açlığı ve azot tokluğu gruplarındaki MUFA, PUFA, SFA miktarları
Araştırma sonucunda S.regularis türünün SFA ve MUFA toplamları kontol grubu, azot açlığı grubu ve azot tokluğu grubunda sırasıyla %90,62, %98,77,
%95,51 olarak ölçülmüştür. S.obliquus türünün SFA ve MUFA toplamları kontrol grubu, azot açlığı grubu ve azot tokluğu grubunda sırasıyla %100,
%97,38, %95,69 olarak ölçülmüştür (Şekil 3.3., Şekil 3.4.).S.regularis türünün Azot açlığı ve Azot tokluğu gruplarındaki SFA ve MUFA toplamı, kontrol gruplarına göre artış gözlenirken; PUFA oranı azalma göstermiştir.
S.obliquus türünün Azot açlığı ve Azot tokluğu gruplarındaki SFA ve MUFA toplamı kontrol gruplarına göre azalma gösterirken; PUFA oranı artış göstermiştir (Şekil 3.4).
0,00 10,00 20,00 30,00 40,00 50,00 60,00 70,00 80,00
K-REG N-REG 5X- REG K-OBL N- OBL 5X-OBL
Toplam MUFA Toplam SFA Toplam PUFA
44
3.4. Alglerdeki organik bileşiklerin FTIR spektroskopisi ile izlenmesi
Alglerdeki organik bileşiklerin izlenmesi, özellikle de TAG değişimlerini gözlemlemekiçin FTIR spektroskopisi kullanılmıştır. FTIR spektroskopisi ile yapılan ölçümlerde elde edilen spektrumlarda 1700 ve 1750 cm-1 arasındaki bölge lipid esterleri, 1477 ve 1590 cm-1 arasındaki bölge protein moleküllerini (amid I ve amid II), 1000 ve 1200 cm-1 arasındaki bölge ise karbonhidrat molekülleri hakkında bilgi verdiği bilinmektedir.Lipid esterleri bölgesinin spesifik TAG piki 1744 cm-1’dir (Pictorius vd., 2008).
Biyodizel için önemli olan manüpülasyon uygulanan gruplardaki TAG pikinin değişimi izlenmiştir. Çalışılan iki tür içinde kontrole göre manüpülasyon gruplarında değişimler olduğu gözlenmektedir.
S.regularis ve S.obliquus türlerinin kontrol gruplarındaki TAG pik şiddeti azot açlığı uygulanan gruplarda en fazla artışı gösterirken, azot tokluğu uygulanan gruplarda ciddi bir fark göstermemiştir (Şekil.3.8., Şekil 3.9., Şekil.3.10., Şekil 3.11., Şekil 3.12., Şekil 3.13.).
Şekil3.8. S.regularis kontrol grubuna ait FTIR spektrumu
45
Şekil 3.9. S.regularis azot açlığı uygulanan gruba ait FTIR spektrumu
Şekil 3.10. S.regularis azot yüklemesi yapılan guruba ait FTIR spektrumu
46
Tezin giriş bölümünde de belirtildiği gibi algler protein içeriği bakımından zengin canlılardır ve S.regularis türünün kontrol grubunda protein piklerini belirten 2 ile işartlenmiş bölgedeki pik şiddeti bu sebeple yüksek görülmektedir (Şekil 3.8). S.regularis türünün azot açlığı uygulanan grubunda ise strese maruz bırakılan canlının savunma mekanizması olarak protein miktarında azalma gösterdiği fakat 1744 cm-1 de gözlenen TAG pik şiddetinin kontrol grubuna göre yaklaşık %10 luk artış oluşturduğu gözlemlenmiştir (Şekil 3.9.). S.regularis türünün azot tokluğu uygulanan grubunda ise kontrole nazaran TAG pik şiddetinde anlamlı bir artış gözlemlenmemiştir. Sonuç olarak alglerin bünyesinde bulunan karbohidrat ve proteinleri azot açlığı uygulandığında öncelikli olarak kullandığı ve TAG formunda yağ asidi olarak depoladığı söylenebilir.
Şekil 3.11. S.obliquus kontrol grubuna ait FTIR spektrumu
47
Şekil 3.12. S.obliquus azot açlığına ait FTIR spektrumu
Şekil 3.13. S.obliquus azot yüklemesine ait FTIR spektrumu
48
S.obliquus türünün azot açlığı uygulanan grubunda TAG piki olan 1744 cm-1 pik şiddeti yaklaşık olarak %13 oranında artış göstermiştir (Şekil 3.12.). Azot tokluğu uygulanan grupta ise kontrole göre TAG miktarında anlamlı bir artış gözlemlenmemiştir (Şekil 3.13.). Çalışılan iki türün azot açlığı gruplarında 3 ile işaretlenmiş protein piki absorbanslarının azalması alglerdeki stres sonucu büyümenin ve çoğalmanın baskılanmasından dolayı yapı taşı olan protein miktarında azalma olduğu öngörülmektedir (Şekil 3.12., Şekil 3.13.).
49 4. KAYNAKLAR
Abbasi T, Abbasi S.A., Biomass energy and the environmental impacts associated with its production and utilization: A Review. Renew Sustain, 14.919–37, 2010.
Akbulut, A. Sultan Sazlığı Fitoplanktonik Organizmaların Tespiti Ve Ekolojik Açıdan Değerlendirilmesi, Ankara Üniversitesi-Fen Bilimleri Enstitüsü, Bilim Uzmanlığı Tezi, Ankara, 1995; 84s.
Altuner, Z. Tohumsuz Bitkiler Sistematiği. Gaziosmanpaşa Üniversitesi, Özyurt Matbaacılık, 194s., 1994.
Anonim., Tas ve bitkiler üzerinde yasayan alg toplulugu. G. Ü. Fen-Ed. Fak.
Fen. Bil. Derg. 4: 147-155, 2009.
Başoğlu, F., Yemeklik Yağ Teknolojileri ,1. Baskı, Nobel Yayınevi, Ankara, 43-97, 2006.
Bat, L., Satılmış H., Şahin F., Özdemir Z., Ersanlı E. Plankton Bilgisi ve Kültürü. Nobel Bilim Ve Araştırma Merkezi, Nobel Basımevi,248s, 2008.
Becker, E.W., Microalgae: Biotechnology and Microbiology. P: 293.
Cambridge University Press, 1995.
Bharathiraja, B., Chakravarthy, M., Ranjith Kumar, R., Yogendran, D., Yuvaraj, D., Jayamuthunagai, J., Praveen Kumar, R., Palani, S., Aquatic biomass (algae) as a future feed stock for bio-refineries: A review on cultivation, processing and products, Renewable and Sustainable Energy Reviews, Elsevier, 47:634-653, 2015.
50
Bigogno, C., Khozin-Goldberg, I., Cohen, Z. Accumulation of arachidonic acid-rich triacylglycerols in the microalga Parietochloris incisa (trebuxiophyceae, chlorophyta). Phytochemistry. 60:135–143, 2002.
Borowitzka, M.A. ve Borowitzka, L.J. Microalgal biotechnology, Cambridge University press, 1: 477, 1992
Borowitzka, M.A. Commercial production of microalgae: ponds, tanks, tubes, and fermenters. Journal of Biotechnology, 70: 313-321, 1999.
Brennan, L., Owende, P., Biofuels from microalgae A review of technologies for production,processing, and extractions of biofuels and co-products.
Renew. Sustain. Energy Rev. 14,557–577, 2010.
Bruland, K.W., Donat, J.R. Hutchins, D.A. Interactive influences of bioactive trace metals on biological production in oceanic waters. Limnol.
Oceanogr. 36, 1555–1577,1991.
Cabanelas, I.T.D., van der Zwart, M., Kleinegris, D.M.M., Wijffels, R.H., and Barbosa, M.J., Biotechnology for Biofuels, Sorting cells of the microalga Chlorococcum littorale with increased triacylglycerol productivity, 219, 576–582, 2016.
Chen H, Zhou D, Luo G, Zhang S, Chen J., Macroalgae for biofuels production: progress and perspectives. Renew Sustain Energy Rev.
47:427–37, 2015.
Chisti, Y., Biodiesel from microalgae. Biotechnology Advances, 25(3): 294-306, 2007.
Cirik, S., Gökpınar Ş. Plankton Bilgisi ve Kültürü. Ege Üniversitesi, Ege Üniversitesi Basımevi, 274s, 2006.
51
Cohen, Z., Chemicals From Microalgae, British Library Cataloguing-in-Publication Data, pg:419, 1999.
Çakmak, Z. E., Ölmez, T. T., Çakmak, T., Menemen, Y., Tekinay, T., Induction of triacylglycerol production Chlamydomonas reinhardtii:
Comparative analysis of different element regimes, Bioresource Technology, 155 379–387, 2014.
Çiftçi, Y., “Bitkisel Ve Hayvansal Katı Ve Sıvı Yağlar 2. Baskı”, Nobel Yayınevi, Ankara, 3-44, 2008.
Dean, A.P., Sigee, D.C., Estrada, B., Pittman, J.K., Using FTIR spectroscopy for rapid determination of lipid accumulation in response to nitrogen limitation in freshwater microalgae. Bioresour. Technol. 101(12):4499-4507, 2010.
Demir, Ö., Neochloris pseudoalveolaris Deason-Bold’de Biyomas Artışı Ve Yağ Üretiminin Araştırılması, Fen Bilimleri Enstitüsü -Yüksek Lisans Tezi, İzmir, 60s,2011.
Demirbas, A., Use of algae as biofuel sources. Energy Conversion and Management, 51(12), 2738-2749, 2011.
Demirel, Z., Eğirdir Gölünden İzole Edilen Yeşil Mikroalg (Clorophyta) Scenedesmus protuberans Fris.’in Antimikrobiyal Ve Antioksidan Özelliğinin Araştırılması, Fen Bilimleri Enstitüsü -Yüksek Lisans Tezi, İzmir, 146s, 2006.
Fabregas, J., Abalde, J., Herrero, C., Cabezas, B., Veiga, M. Growth of the arine microalga Tetraselmis suecica in batch cultures with different salinities and nutrient concentrations, Aquaculture, 42, 207–215,1984.
Fedorov, A.S., Kosourov, S., Ghirardi, M.L., Seibert, M., Continuous H2 photoproduction by Chlamydomonas reinhardtii using a novel
two-52
stage, sulfate-limited chemostat system. Appl. Biochem. Biotechnol.
121-124:403–12, 2005.
Fox, R., “Spirulina: production and potantial”, EDISUD publication, 231, Aix-en-Provence,1996.
Francisco, E.C., Neves, D.B., Jacob-Lopes, E., Franco,T.T., Microalgae as feedstock for biodiesel production: carbondioxide sequestration, lipid production and biofuel quality. J Chem Technol Biotechnol. 85(3):395-403, 2010.
Glombitza, K.W., Antimicrobial constituents in algae. Quantitative determination of acrylic acid in sea-algae. Planta Med., 18: 210-221,1970.
Glombitza, K.W. and Koch, M., Secondary metabolites of pharmaceutical potential.İn Algal and Cyanobacterial Biotechnology ed.Cresswell,R.C.,Ress,T.A.V and Shah,N. Pp.161-238,1989.
Gurr , M.I., Harwood, J.L., Frayn, K.N., Lipid Biochemistry: An Introduction, p.
320.5th ed., Blackwell:Oxford, UK, 2002.
Guschina, I.A., Harwood, J.L., Lipids and lipid metabolism in eukaryotic algae.Progress in Lipid Research 45:160–186, 2006.
Güner, H., ve Aysel A., Tohumsuz Bitkiler Sistematiği. no:108 VI. Baskı, 1.cilt, 117-120.,Ege Üniversitesi Fen Fakültesi Kitaplar serisi, 2006.
Hu, Q., Environmental effects on cell composition. In handbook of microalgal culture: Biotechnology and Applied Phycology; Richmond, A., Ed.;Blackwell: Oxford, UK, 83–93, 2004.
53
Huber G.W., Iborra S, Corma A. Synthesis of transportation fuels from biomass: chemistry, catalysts, and engineering. Chem Rev 106:4044–
98, 2006.
Jayasankar, R., and Polywal, K., Seasonal variation in the essential micro-nutrients of Gracilaria spp. of Tamil Nadu coast. Indian J. Fish.
47(4):359-363, 2000.
Juneja, A., Ceballos, R.M., Murthy, G.S., Effects of Environmental Factors and Nutrient Availability on the Biochemical Composition of Algae for Biofuels Production: A Review. Energies, 6, 4607-4638, 2013.
Jung, K.A, Lim S-R, Kim Y, Park J.M., Potentials of macroalgae as feedstocks for biorefinery. Bioresour Technol;135:182–90, 2013.
Kargın, H., Mikroalg-Rotifer Kültür Sistemleri ve Tasarımları, Yardımcı Ders Kitabı, MEÜ. Yayınları No.5, Su Ürünleri Fakültesi Yayınları, 3: 15-16 , 2002.
Khozin-Goldberg, I.,Cohen, Z., The effect of phosphate starvation on the lipid and fatty acid composition of the fresh water eustigmatophyte Monodus subterraneus. Phytochemistry 67:696–701 ,2006.
Lee, Y.K., Microalgal mass culture systems and methods: Their limitation and Potential. Journal of Applied Phycology, 13: 307-315, 2001.
Lehninger, L. A., Cox, M. M., Nelson, D. L., Lehninger Principles of Biochemistry 4th ed.,W. H. Freeman, USA, 2004.
Leustek T. and Saito K., Sulfate transport and assimilation in plants,Plant Physiology, 120:637-643, 1999.
Lill J-O, Salovius-Lauren S, Harju L, Rajander J, Saarela K-E, Lindroos A., Temporal changes in elemental composition in decomposing
54
filamentous algae (Cladophora glomerata and Pilayella littoralis) determined with PIXE and PIGE. Sci Total Environ, 414:646–52, 2012.
Melis, A., and Happe, T., Hydrogen production: green algae as a source of energy. Plant Physiol. 127: 740–748, 2001.
Moreas, I.O., Pelizer, L.H., Carvalho, J.C.M. ve Sato, S. Spirulina platensis growth estimation by pH determination at different cultivation conditions, Electronic Journal of Biotechnology, 5: 3,17-18, 2002.
Movashagi, Z., Rehman, S. and Rehman, I. U., Fourier Transform Infrared (FTIR) Spectroscopy of Biological Tissues, Applied Spectroscopy Reviews, 43:2, 134-179, 2008.
Noraini M.Y., Ong H.C., Badrul M.J., Chong W.T., A review on potential enzymatic reaction for biofuel production from algae. Renew Sustain Energy Rev, 39.24–34, 2014.
Önal, T. Bazı Mikroalglerin Yağ İçeriğine Etki Eden Faktörlerin Belirlenmesi, Yüksek Lisans Tezi, İzmir, 80s,2010.
Özel, İ., Plankton Ekolojisi Ve Araştırma Yöntemleri, Planktonoloji 1. Ege Üniversitesi, Ege Üniversitesi Basımevi. 271s,2005.
Pabuçcu, K. and Altuner, Z., Planktonic algal flora of Yeşilımak River (Tokat- Turkey). Bulletin of Pure and Applied Science 17, 101-112,1998.
Pabuçcu, K., Altuner, Z. and Gör, M.Ö., Yeşilırmak Nehri (Tokat) bentik alg florası. In: 1st Int. Symp. on Protection of Natural Environmental and Ehrami Karaçam, 23-25th September 1999, Kütahya, 251-258,1999.
Pirt, S.J., Yuan, K.L., Walach, M.R., Pirt, M.W., Balyuzi, H.H.M. ve Bazin, M.J. A Tubular bioreactor for photosynthetic production of biomass from
55
carbon dioxide: design and performance. Journal Chem. Tech.
Biotechnology, 33: 33-58,1983.
Pistorius, Arthur M.A., Willem J. DeGrip, Tatjana A. Egorova-Zachernyuk, Monitoring of biomass composition from microbiological sources by means of FT‐IR spectroscopy, Biotechnology and Bioengineering, 103:123-129, 2008.
Pittman J.K., Dean A.P., Osundeko O., The potential of sustainable algal biofuel production using wastewater resources. Bioresour Technol, 102:17–25, 2011.
Pulz, O., Phang, S.M., Lee, K., Borowitzka, M.A. ve Whitton, B., Open air and semi-closed cultivation systems for the mass cultivation of microalgae.
Algal Biotechnology in the Asia-Pasific Region, Institute of Advanced Studies, University of Malaya, Kuala Lumper, 113-117,1994.
Raheem A., Azlina W.W., Taufiq Yap Y.H, Danquah M.K, Harun R.
Thermochemical conversion of microalgal biomass for biofuel production. Renew Sustain Energy Rev, 49:990–9, 2015.
Reece A., Campbell, Biology. Benjamin Cummings, Person Education, Sixth Edition, 1247s., 2010.
Richmond A., Handbook of microalgal culture: biotechnology and applied phycology. Blackwell Science Ltd, 2004.
Ruperez P., Mineral content of edible marine seaweeds. Elsevier, Food Chemistry. 79:3, 23-26, 2002.
Ross A.B., Jones J.M., Kubacki M.L., Bridgeman T., Classification of macroalgae as fuel and its thermochemical behaviour. Bioresour Technol; 99:6494-504, 2008.
56
Ross A.B., Biller P, Kubacki ML, Lea-Langton A, Jones JM. Hydrothermal processing of microalgae using alkali and organic acids, 89:2234–43, 2010.
Round, F.E., The Biology of Algae, 2 nd. Ed., Edward Arnold, London,1973.
Sambusiti C, Bellucci M, Zabaniotou A, Beneduce L, Monlau F., Algae as promising feedstocks for fermentative biohydrogen production according to a biorefinery approach: a comprehensive review. Renew Sustain Energy Rev,44:20–36, 2015.
Saraf, S., Thomas, B., Influence of feedstock and process chemistry on biodiesel quality. Process Saf Environ. 85:360-364, 2007.
Sharma, K. K., Schuhmann, H., and Schenk, P. M., High Lipid Induction in Microalgae for Biodiesel Production Energies. 5:1532-1553, 2012.
Slade R, Bauen A. Micro-algae cultivation for biofuels: cost, energy balance, environmental impacts and future prospects. Biomass Bioenergy, 53:29–38, 2013.
Sukatar, A., Alg Kültür Yöntemleri. Ege Üni. Fen Fak. Kitapları Serisi No:184, syf: 104, 2002.
Şen, B. ve Nacar,V., Su Kirliliği ve Algler. Fırat Havzası Birinci Çevre Sempozyumu, 405-419,1988.
Taiz, L., and Zeiger, E., Bitki Fizyolojisi. Mineral beslenme. 67-84. Ed: by İ.
Türkan. Palme yayıncılık, Ankara, 2008.
Thompson, Jr. G. A., Lipids and membrane function in green algae. Biochim.
Biophys. Acta. 1302:17–45,1996.
57
Titman, D., Ecological competition between algae: Experimental confirmation of resource-based competition theory. Science, 192, 463–465,1976.
Tonon, T., Harvey, D., Larson, T.R., Graham, I.A., Long chain polyunsaturated fatty acid production and partitioning to triacylglycerols in four microalgae. Phytochemistry. 61(1): 15–24,2002.
Tredici, M.R., Zitelli, G.C. ve Vonshak, A. Cultivation of Spirullina (Arthrospira) platensis in flat plate reactors, Spirullina platensis (Arthrospira): Physiology. Cell Biology and Biotechnology, 117-130,1997.
Trivedi J, Aila M, Bangwal D.P., Kaul S, Garg M.O., Algae based biorefinery – how to make sense? Renew Sustain Energy Rev, 47:295–307, 2015.
Ullah K, Ahmad M, Sofia Sharma V.K., Lu P, Harvey A, Zafar M, Assessing the potential of algal biomass opportunities for bioenergy industry: a review. Fuel,143:414–23, 2015.
URL-9: http://www.egebiyoteknoloji.com/ (Erişim Tarihi: 5 Ekim 2018).
Van den Hoek, C., Mann, D.G. and Jahns, H.M., Algae: An Introduction to Phycology. Cambridge University Press, Cambridge, UK,1995.
Ververis C., Celulose, hemiceluloses, lignin and ash content of some organic materials and their suitability for use as paper pulp supplements, Bioresource Technology, 98:2-296-301, 2007.
Vonshak, A.,and Torzillo, G. International workshop and training course on photobioreactors, Ebiltem Yayınları, 1: 66,71-77,2003.
Wang S, Jiang X.M., Han X.X., Wang H. Fusion characteristic study on seaweed biomass ash. Energy Fuels, 22(4):2229–35, 2008.
58
Xu, X.Q., Beardall, J. Effect of salinity on fatty acid composition of a green microalga from an Antarctic hypersaline lake, Phytochemistry, 45, 655–
658,1997.
Xu, Z., Harvey, K., Pavlina, T., Dutot, G., Zaloga, G., Siddiqui, R.,. An Improved Method for Determining Medium- and Long-Chain FAMEs Using Gas Chromatography. Lipids, 45: 199-208, 2010.
Yazgan, O., Cufadar, Y., Olgun, O., Hayvan Besleme Biyokimyası.
Basılmamış Ders Notu, Konya,2007.
Yılmaz, K.H., Mikroalg Üretimi İçin Fotobiyoreaktör Tasarımları, E. Ü. Su Ürünleri Dergisi, 23(1/2): 327-332,2006.
Zhila, N.O., Kalacheva, G.S., Volova, T.G. Effect of salinity on the biochemical composition of the alga Botryococcus braunii Kütz IPPAS H-252. J.Appl.Phycol, 23, 47–52,2011.
Ziolkowska J.R., Simon L., Recent developments and prospects for algae-based fuels in the US. Renew Sustain Energy Rev, 29:847–53, 2014.