ANKARA ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ
DOKTORA TEZİ
UŞAK, KÜTAHYA, ISPARTA VE DENİZLİ İLLERİNDE NOHUTTA SORUN OLAN Rhizoctonia TÜR VE ANASTOMOSİS GRUPLARININ
KARAKTERİZASYONU İLE BAZI ÇEŞİTLERİN REAKSİYONLARININ BELİRLENMESİ
Gürkan BAŞBAĞCI
BİTKİ KORUMA ANABİLİM DALI
ANKARA 2020
Her hakkı saklıdır
TEZ ONAYI
Gürkan BAŞBAĞCI tarafından hazırlanan “Uşak, Kütahya, Isparta ve Denizli İllerinde Nohutta Sorun Olan Rhizoctonia Tür ve Anastomosis Gruplarının Karakterizasyonu ile Bazı Çeşitlerin Reaksiyonlarının Belirlenmesi” adlı tez çalışması 06/08/2020 tarihinde aşağıdaki jüri tarafından oy birliği ile Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Bitki Koruma Anabilim Dalı’nda DOKTORA TEZİ olarak kabul edilmiştir.
Danışman : Prof. Dr. F. Sara DOLAR
Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı
Jüri Üyeleri :
Başkan: Prof. Dr. F. Sara DOLAR
Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı
Üye : Prof. Dr. Aziz KARAKAYA
Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı
Üye : Prof. Dr. Saime ÜNVER İKİNCİKARAKAYA Ankara Üniversitesi Tarla Bitkileri Anabilim Dalı
Üye : Prof. Dr. Nuray ÖZER
Namık Kemal Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı
Üye : Prof. Dr. Gürsel KARACA
Isparta Uygulamalı Bilimler Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı
Yukarıdaki sonucu onaylarım.
Prof. Dr. Özlem YILDIRIM Enstitü Müdürü
i ETİK
Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü tez yazım kurallarına uygun olarak hazırladığım bu tez içindeki bütün bilgilerin doğru ve tam olduğunu, bilgilerin üretilmesi aşamasında bilimsel etiğe uygun davrandığımı, yararlandığım bütün kaynakları atıf yaparak belirttiğimi beyan ederim.
06/08/2020
Gürkan BAŞBAĞCI
ii ÖZET
Doktora Tezi
UŞAK, KÜTAHYA, ISPARTA VE DENİZLİ İLLERİNDE NOHUTTA SORUN OLAN Rhizoctonia TÜR VE ANASTOMOSİS GRUPLARININ
KARAKTERİZASYONU İLE BAZI ÇEŞİTLERİN REAKSİYONLARININ BELİRLENMESİ
Gürkan BAŞBAĞCI Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Bitki Koruma Ana Bilim Dalı Danışman: Prof. Dr. F. Sara DOLAR
Uşak, Kütahya, Denizli ve Isparta illerinde 2016-2017 yıllarında gerçekleştirilen survey çalışmaları sonucunda 226 adet Rhizoctonia spp. izolatı elde edilmiş olup, bunların 187 tanesini (%82.74) multinükleat (MN) Rhizoctonia (R. solani), 18 tanesini (%7.96) binükleat (BN) Rhizoctonia ve 21 tanesini (%9.29) R. bataticola izolatları oluşturmuştur. Klasik tür teşhisine göre R. solani izolatlarının AG-4 ve AG-5 anastomosis gruplarına ait oldukları belirlenmiştir.
Moleküler tür teşhisine göre ise, ITS gen bölgesi sekans analizine tabi tutulan 96 izolatın 23 tanesi R. solani AG-4-HGII, 50 tanesi R. solani AG-5, 4 tanesi binükleat Rhizoctonia AG-K ve 19 tanesi ise R. bataticola olarak tanılanmıştır. Tüm izolatlar morfolojik karakterler bakımından incelenerek farklılıkları ortaya konulmuştur. In vitro patojenisite testi sonucunda en virülent fungus grubu %84.51 hastalık şiddeti ortalaması ile R. bataticola izolatları iken, bunu sırasıyla R. solani AG-5 (%76.33), binükleat Rhizoctonia AG-K (%69.95) ve R. solani AG-4-HGII (%68.48) izlemiştir. ITS gen bölgesi sekans analizine göre oluşturulan dendogramlarda izolatların kendi aralarındaki ve referans izolatlar ile akrabalık ilişkileri incelenmiştir. In vivo patojenisite testlerinde, R. solani AG-4 (U12) ve AG-5 (IS23) izolatlarının çıkış öncesi çökertene neden oldukları, binükleat Rhizoctonia AG-K (IS18) izolatının bitkilerde %76.60 oranında, R. bataticola (D33) izolatının ise bitkilerde %86.70 oranında hastalık şiddetine neden oldukları tespit edilmiştir. Çeşit reaksiyonu çalışmalarında, tüm nohut çeşitlerinin U12 ve IS23 izolatlarına karşı hassas reaksiyon gösterdiği, Azkan, Çakır, Gökçe ve Aksu çeşitlerinin IS18 izolatına karşı ümitvar sonuçlar verdiği, D33 izolatına karşı ise sadece Aksu çeşidinin ümitvar olduğu söylenebilir. Bu çalışmada tespit edilen R. solani AG-4 nohutta Türkiye için, binükleat Rhizoctonia AG-K ise nohutta dünya için ilk kayıttır.
Ağustos 2020, 170 sayfa
Anahtar Kelimeler: Rhizoctonia spp., nohut, kök çürüklüğü, anastomosis grup, patojenisite, ITS gen bölgesi, filogenetik analiz, çeşit reaksiyonu
iii ABSTRACT
Ph D. Thesis
CHARACTERIZATION OF ANASTOMOSIS GROUPS OF Rhizoctonia SPECIES OCCURRING ON CHICKPEA IN UŞAK, KÜTAHYA, ISPARTA AND DENİZLİ
PROVINCES AND DETERMINATION OF THE REACTION OF SOME CULTIVARS
Gürkan BAŞBAĞCI Ankara University
Graduate School of Natural and Applied Sciences Department of Plant Protection
Supervisor: Prof. Dr. F. Sara DOLAR
As a result of the surveys conducted in Uşak, Kütahya, Denizli and Isparta provinces of Turkey in 2016-2017, 226 isolates of Rhizoctonia spp. were obtained, and 187 of them were multinucleate (MN) Rhizoctonia (R.solani), 18 of them were binucleate (BN) Rhizoctonia and 21 of them were R. bataticola. According to classical identification methods, it was determined that R. solani isolates were belong to AG-4 and AG-5. Ninety-six isolates were characterized by ITS gene region sequence analysis and 23 of them were R. solani AG-4-HGII, 50 of them were R. solani AG-5, 4 of them were binucleate Rhizoctonia AG-K and 19 of them were R.
bataticola. The most virulent fungus group was R. bataticola isolates with an average of 84.51% disease severity, followed by R. solani AG-5 (76.33%), binucleate Rhizoctonia AG-K (69.95%) and R. solani AG-4-HGII (68.48%) in vitro conditions. In the dendograms created according to ITS gene region sequence analysis, the relationships between isolates and reference isolates were examined. R. solani AG-4 (U12) and AG-5 (IS23) isolates caused pre-emerging damping-off in vivo conditions, whereas isolates of binucleate Rhizoctonia AG-K (IS18) and R.
bataticola (D33) caused 76.60% and 86.70% disease severities, respectively. All the chickpea varieties showed susceptible reaction against U12 and IS23 isolates, however, Azkan, Çakır, Gökçe and Aksu varieties gave hopeful results against IS18 isolate whereas only Aksu variety was hopeful against D33 isolate. This is the first report of R. solani AG-4 on chickpea in Turkey and binucleate Rhizoctonia AG-K on chickpea in the world.
August 2020, 170 pages
Key Words: Rhizoctonia spp., chickpea, root rot, anastomosis group, pathogenicity, ITS gene region, phylogenetic analysis, cultivar reaction
iv
ÖNSÖZ ve TEŞEKKÜR
Çalışmalarımı yönlendiren, araştırmalarımın her aşamasında bilgi, öneri ve yardımlarını esirgemeyerek akademik ortamda olduğu kadar beşeri ilişkilerde de engin fikirleriyle yetişme ve gelişmeme katkıda bulunan danışman hocam sayın Prof. Dr. F. Sara DOLAR’a (Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı), projemin her aşamasında bilgi, öneri ve katkılarını esirgemeyen sayın hocalarım Prof. Dr. Aziz KARAKAYA (Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı), Prof. Dr. Cemalettin Yaşar ÇİFTÇİ (Ankara Üniversitesi Tarla Bitkileri Anabilim Dalı) ve Prof. Dr. Saime ÜNVER İKİNCİKARAKAYA’ya (Ankara Üniversitesi Tarla Bitkileri Anabilim Dalı), arazi ve laboratuvar çalışmalarım süresince maddi ve manevi desteklerini esirgemeyen Eskişehir Geçit Kuşağı Tarımsal Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü ve Bornova Zirai Mücadele Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü idari ve teknik personeline, tüm bölüm arkadaşlarıma, laboratuvar çalışanlarına, teşhis çalışmalarında bazı Rhizoctonia test izolatlarının teminini sağlayan Prof. Dr. Erkol DEMİRCİ’ye (Karadeniz Teknik Üniversitesi Mikrobiyoloji Anabilim Dalı), yine bazı test izolatlarının teminini sağlayan ve çalışmam süresince teknik desteğini esirgemeyen Dr. Filiz ÜNAL’a (Ankara Zirai Mücadele Merkez Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü), nohut tohumlarının teminini sağlayan Dr. Evren ATMACA (Eskişehir Geçit Kuşağı Tarımsal Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü), Dr. Abdulkadir AYDOĞAN (Tarla Bitkileri Merkez Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü), Dr. Dürdane MART (Doğu Akdeniz Tarımsal Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü) ve Dr. Hüseyin ÖZÇELİK’e (Karadeniz Tarımsal Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü), moleküler çalışmalarda yardımlarını esirgemeyen Dr. Ayşe UYSAL MORCA’ya (Ankara Zirai Mücadele Merkez Araştırma Enstitüsü Müdürlüğü), filogenetik analiz çalışmalarında öneri ve fikirlerini benimle paylaşan Prof. Dr. Harun BAYRAKTAR’a (Ankara Üniversitesi Bitki Koruma Anabilim Dalı), Tarım ve Orman Bakanlığı Tarımsal Araştırmalar ve Politikalar Genel Müdürlüğü’ne ve çalışmalarım süresince birçok fedakârlık göstererek beni destekleyen sevgili eşim Zühre BAŞBAĞCI’ya en derin duygularımla teşekkür ederim.
Bu tez çalışması, Tarım ve Orman Bakanlığı, Tarımsal Araştırmalar ve Politikalar Genel Müdürlüğü bünyesinde TAGEM/BSAD/16/1/02/05 numaralı “Uşak, Kütahya, Isparta ve Denizli İllerinde Nohutta Sorun Olan Rhizoctonia Tür ve Anastomosis Gruplarının Karakterizasyonu ile Bazı Çeşitlerin Reaksiyonlarının Belirlenmesi”
başlıklı proje tarafından desteklenmiştir.
Gürkan BAŞBAĞCI Ankara, Ağustos 2020
v
İÇİNDEKİLER
TEZ ONAY SAYFASI
ETİK ... i
ÖZET ... ii
ABSTRACT ... iii
ÖNSÖZ ve TEŞEKKÜR ... iv
SİMGELER ve KISALTMALAR DİZİNİ ... viii
ŞEKİLLER DİZİNİ ... x
ÇİZELGELER DİZİNİ ... xiv
1. GİRİŞ ... 1
2. KURAMSAL TEMELLER ve KAYNAK ÖZETLERİ ... 7
2.1 Rhizoctonia Cinsi Hakkındaki Kuramsal Bilgiler ... 7
2.1.1 Rhizoctonia cinsinin karakteristik özellikleri ... 7
2.1.2 Rhizoctonia cinsinin tarihçesi ... 10
2.1.3 Rhizoctonia grubu fungusların taksonomisi ... 13
2.1.3.1 Rhizoctonia grubu fungusların anamorfik sınıflandırması ... 13
2.1.3.2 Rhizoctonia grubu fungusların teleomorfik sınıflandırması ... 14
2.1.3.3 Macrophomina phaseolina (Rhizoctonia bataticola)’ nın taksonomisi ... 15
2.1.4 Rhizoctonia solani’nin hifsel anastomosis reaksiyonlarının karakterizasyonu ... 16
2.2 Nohutta Rhizoctonia Türlerinin Tespiti, Belirtileri ve Ekonomik Önemi İle İlgili Çalışmalar ... 19
2.3 Rhizoctonia Türlerinin Anastomosis Gruplarının Belirlenmesi İle İlgili Çalışmalar ... 24
2.3.1 Nohutta anastomosis grupların belirlenmesi ile ilgili çalışmalar ... 24
2.3.2 Diğer baklagil bitkilerinde anastomosis grupların belirlenmesi ile ilgili çalışmalar ... 26
2.4 Nohutta Rhizoctonia Türlerinin Morfolojik Varyasyonu İle İlgili Çalışmalar ... 28
2.5 Rhizoctonia Türlerinin ITS Gen Bölgesi Sekans Analizine Göre Tanılanması ve Filogenetik Analizi İle İlgili Çalışmalar ... 30
vi
2.5.1 Nohutta yürütülen tanılama ve filogenetik analiz çalışmaları ... 30
2.5.2 Diğer baklagil bitkilerinde yürütülen tanılama ve filogenetik analiz çalışmaları ... 33
2.6 Rhizoctonia Türlerinin Patojenisiteleri İle İlgili Çalışmalar ... 37
2.6.1 Nohutta yürütülen patojenisite çalışmaları ... 37
2.6.2 Diğer baklagil bitkilerinde yürütülen patojenisite çalışmaları ... 41
2.7 Rhizoctonia Türlerine Karşı Yürütülen Çeşit Reaksiyonu Çalışmaları ... 47
2.7.1 Nohutta yürütülen çeşit reaksiyonu çalışmaları... 47
2.7.2 Diğer baklagil bitkilerinde yürütülen çeşit reaksiyonu çalışmaları ... 50
3. MATERYAL ve YÖNTEM ... 53
3.1 Materyal ... 53
3.1.1 Fungal materyal ... 53
3.1.2 Bitki materyali ... 53
3.2 Yöntem ... 53
3.2.1 Survey çalışmaları ... 53
3.2.2 İzolasyon ve teşhis çalışmalarında kullanılan besi ortamı ve çözeltiler ... 56
3.2.3 Rhizoctonia türlerinin bitki dokularından izolasyonu ... 57
3.2.4 Rhizoctonia izolatlarının teşhisi ... 59
3.2.4.1 Klasik yöntemlerle tür teşhisi ve anastomosis gruplarının belirlenmesi ... 59
3.2.4.2 Moleküler yöntemlerle tür teşhisi ... 61
3.2.5 Rhizoctonia izolatlarının patojenisite testleri ... 65
3.2.5.1 Nohut tohumlarının çimlenme testi ... 65
3.2.5.2 Rhizoctonia izolatlarının in vitro patojenisite testleri ... 65
3.2.5.3 Rhizoctonia izolatlarının in vivopatojenisite testleri ... 67
3.2.6 Çeşit reaksiyonu çalışmaları ... 70
3.2.7 Verilerin değerlendirilmesi ... 73
3.2.7.1 Hastalık şiddeti değerinin hesaplanması ... 73
3.2.7.2 Virülenslik ve reaksiyon tipi değerlendirmesi ... 73
3.2.7.3 İstatistik analizi ... 73
3.2.7.4 Filogenetik analiz ... 74
4. ARAŞTIRMA BULGULARI ... 75
4.1 Survey ve Fungusların İzolasyonu ... 75
vii
4.1.1 2016 yılı çalışmaları... 75
4.1.2 2017 yılı çalışmaları... 76
4.2 Rhizoctonia İzolatlarının Klasik Yöntemlerle Tür Teşhisi ... 77
4.3 Nohut Tohumlarının Çimlenme Testi ... 79
4.4 Rhizoctonia İzolatlarının In Vitro Patojenisite Testleri ... 80
4.5 İzolatların Seçimi ... 88
4.6 Multinükleat Rhizoctonia İzolatlarının Klasik Yöntemlerle Anastomosis Gruplarının Belirlenmesi ... 88
4.7 Rhizoctonia İzolatlarının Moleküler Yöntemlerle Tür Teşhisi ... 90
4.8 İzolatların Morfolojik, Patojenik ve Genetik Çeşitliliği ... 91
4.8.1 Rhizoctonia solani AG-4-HGII ... 91
4.8.2 Rhizoctonia solani AG-5 ... 95
4.8.3 Binükleat Rhizoctonia AG-K ... 102
4.8.4 Rhizoctonia bataticola (Macrophomina phaseolina) ... 105
4.9 Rhizoctonia İzolatlarının In Vivo Patojenisite Testleri ... 110
4.10 Çeşit Reaksiyonu Çalışmaları ... 112
4.10.1 Rhizoctonia solani AG-4’e karşı nohut çeşitlerinin reaksiyonu ... 112
4.10.2 Rhizoctonia solani AG-5’e karşı nohut çeşitlerinin reaksiyonu ... 115
4.10.3 Binükleat Rhizoctonia AG-K’ya karşı nohut çeşitlerinin reaksiyonu ... 117
4.10.4 Rhizoctonia bataticola’ya karşı nohut çeşitlerinin reaksiyonu ... 119
5. TARTIŞMA ve SONUÇ ... 122
KAYNAKLAR ... 143
EK 1 Uşak İli Survey Çalışmalarında Örnek Alınan Tarlalara Ait Bilgiler ... 164
EK 2 Kütahya İli Survey Çalışmalarında Örnek Alınan Tarlalara Ait Bilgiler ... 165
EK 3 Isparta İli Survey Çalışmalarında Örnek Alınan Tarlalara Ait Bilgiler ... 166
EK 4 Denizli İli Survey Çalışmalarında Örnek Alınan Tarlalara Ait Bilgiler ... 167
ÖZGEÇMİŞ ... 168
viii
SİMGELER DİZİNİ
cm Santimetre
da Dekar
dk Dakika
g Gram
kg Kilogram
KOH Potasyum Hidroksit
l Litre
mg Miligram
ml Mililitre
mm Milimetre
NaOCl Sodyum hipoklorür rpm Dakikada Devir
sn Saniye
µm Mikrometre
% Yüzde
°C Santigrat
µl Mikrolitre
µM Mikromolar
< Küçüktür
> Büyüktür
Σ Toplam
~ Yaklaşık
Kısaltmalar
AG Anastomosis Grup
BN Binükleat
bp Baz Çifti
DNA Deoksiribo Nükleik Asit f. sp. formae speciales
ISG Intra Spesifik Grup
ISSR Inter-Simple Sequence Repeats ITS Internal Transcribed Spacer
MN Multinükleat
NCBI National Center for Biotechnology Information PCR Polimeraz Zincir Reaksiyonu
PDA Patates Dekstroz Agar
RAPD Random Amplified Polymorphic DNA
RFLP Restriksiyon Fragment Length Polymorphism rDNA Ribozomal DNA
rRNA Ribozomal RNA
SA Su Agar
Sin Sinonim
sp. Tür
ix
spp. Türler
SSR Simple Sequence Repeats TAE Tris Asetat Edta
UN Uninükleat
UV Ultra Viyole
var. Varyete
x
ŞEKİLLER DİZİNİ
Şekil 2.1 Rhizoctonia cinsinin karakteristik hif yapısı………...7
Şekil 2.2 Zincir şeklindeki monilioid hücreler. Stereo mikroskop altında Safranin-O ile boyalı (a) ve boyasız (b) görünümü………8
Şekil 2.3 Dolipor septum yapısı. Stereo mikroskop (a) ve elektron mikroskobu altındaki (b) görünümü………9
Şekil 2.4 Macrophomina phaseolina’nın mikrosklerot ve hif yapısı………...10
Şekil 2.5 Rhizoctonia grubu fungusların anamorfik sınıflandırması………..…………..14
Şekil 2.6 Rhizoctonia grubu fungusların teleomorfik sınırlandırması………..15
Şekil 2.7 Farklı anastomosis gruplarına ait Rhizoctonia izolatları arasındaki ilişki……….19
Şekil 3.1 Survey çalışmalarının yapıldığı iller……….54
Şekil 3.2 Survey yapılan illerde hastalık belirtisi gözlenen nohut tarlasının genel görüntüsü (a), hastalıklı bitki örneklerinin toplanması (b), nohut bitkisindeki kuruma ve yaprak dökülmesi (c), hastalıklı bitki köklerindeki lezyonlar (d) …………...……..54
Şekil 3.3 Fungal etmenlerin izolasyonu. Hastalıklı bitkilerin kök parçalarının PDA besi ortamına ekimi (a), saflaştırılan Rhizoctonia izolatı (b), izolatların PDA besi ortamında stoklanması (c), buğday tohumlarına sardırılarak stoklanmış izolatlar (d)…...………...58
Şekil 3.4 Fungusların anastomosis gruplarının belirlenmesi çalışmaları. Lamelli su agarı ortamına fungus disklerinin yerleştirilmesi ve test izolatları ile karşılıklı ekim (a, b), fungus hiflerinin birbirine yaklaşması (c), anastomosis reaksiyonlarının mikroskop altında incelenmesi (d)..………..60
Şekil 3.5 Fungusların genomik DNA izolasyonu. Fungus hiflerinin kazınması (a), kazınan hiflerin eppendorf tüplere alınması (b), miselyum içeren tüplere lysis buffer eklenmesi (c), tüplerin vorteks cihazı ile karıştırılması (d), tüplerin inkübasyonu (e), tüplerin santrifüj edilmesi (f)………...63
Şekil 3.6 PCR ürünlerinin agaroz jelde koşturulması………..64
Şekil 3.7 In vitro patojenisite testinde fungus diskinin etrafına yerleştirilen nohut tohumları (a), inkübasyona bırakılan petri kapları (b)……….….66
Şekil 3.8 Rhizoctonia izolatlarının in vitro patojenisite testi hastalık değerlendirmesinde kullanılan 0-5 skalası……….67
Şekil 3.9 Rhizoctonia izolatları ile inokulum hazırlanması. Buğday tohumlarının kloramfenikol ile mumale edilmesi (a), tohumların kaynatılması (b), tohumların filtre kağıdında kurutulması (c), tohumların cam tüplere alınması (d), cam tüplerin otoklav için hazırlanması (e), hif içeren PDA disklerinin tüplere konulması (f), inkübasyon aşaması (g), hiflerin buğday tohumlarını sarması (h)…....68
xi
Şekil 3.10 Patojenisite testleri için metot optimizasyonu. İnokulum içeren buğday
tohumlarının saksıya bırakılması (a), polietilen torba ile kapatılan saksılar (b), hiflerin toprağı sarması (c), iki farklı metot ile nohutların ekilmesi (d), toprak
ile kapatılan saksıların inkübasyonu (e)……….69 Şekil 3.11 In vitro çeşit reaksiyonu çalışmaları………72 Şekil 3.12 In vivo çeşit reaksiyonu çalışmaları. Nohut tohumları ve inokulumun saksılara
ekilmesi (a), saksıların toprak ile kapatılarak inkübasyona bırakılması (b)………...72 Şekil 4.1 Fungusların klasik teşhis çalışmaları. Rhizoctonia cinsinin hif yapısı (a),
multinükleat Rhizoctonia hif yapısı (b), binükleat Rhizoctonia hif
yapısı (c), Rhizoctonia bataticola’nın mikrosklerotları (d)………..78 Şekil 4.2 Klasik tanılaması yapılan fungus gruplarının yüzde olarak dağılımı………79 Şekil 4.3 İzolatların virülenslik derecelerine göre yüzde dağılımı………...81 Şekil 4.4 Fungus gruplarının virülenslik derecelerine göre % dağılımı. MN Rhizoctonia (a),
BN Rhizoctonia (b), Rhizoctonia bataticola (c)………87 Şekil 4.5 Multinükleat Rhizoctonia izolatlarında anastomosis reaksiyonları.
C0 reaksiyon tipi: akraba değil (a), C1 reaksiyon tipi: uzak akraba (b),
C2 reaksiyon tipi: akraba (c), C3 reaksiyon tipi: yakın akraba (d)………...89 Şekil 4.6 Klasik olarak anastomosis grupları belirlenen izolatların dağılımı………...90 Şekil 4.7 Genomik DNA’ların UV ışık altında görüntüsü. 0: Negatif kontrol;
1, 2, 3, 4, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13: MN ve BN Rhizoctonia izolatları;
5, 14, 15, 16, 17: Rhizoctonia bataticola izolatları………...90
Şekil 4.8 Moleküler olarak tanılama yapılan Rhizoctonia izolatlarının dağılımı………….……91 Şekil 4.9 Rhizoctonia solani AG-4-HGII izolatlarının morfolojik farklılıkları.
Açık kahverengi koloni rengi (a), beyazımsı kahverengi koloni rengi (b), merkezi açık kahverengi sklerot oluşumu (c), dağınık koyu kahverengi
sklerot oluşumu (d), bol hif yapısı (e), dağınık sklerot ve bol hif yapısı (f)………….92 Şekil 4.10 Farklı virülensliğe sahip Rhizoctonia solani AG-4 izolatları. Yüksek
derecede virülent izolat (a), orta derecede virülent izolat (b), kontrol petrisi (c)…...93 Şekil 4.11 ITS gen bölgesi sekans analizi ile oluşturulan Rhizoctonia solani AG-4
izolatlarının dendogramı………95 Şekil 4.12 Rhizoctonia solani AG-5 izolatlarının morfolojik farklılıkları. Şeffaf sarımsı
koloni rengi (a), koyu kahverengi koloni rengi (b), bol hif yapısı (c), merkezi koyu kahverengi sklerot oluşumu (d), çevresel açık kahverengi sklerot oluşumu (e), bol hif ve beyazımsı kahverengi dağınık sklerot oluşumu (f)………..96 Şekil 4.13 Farklı virülensliğe sahip Rhizoctonia solani AG-5 izolatları. Yüksek
derecede virülent izolat (a), orta derecede virülent izolat (b), kontrol petrisi (c)...98
xii
Şekil 4.14 ITS gen bölgesi sekans analizi ile oluşturulan Rhizoctonia solani AG-5
izolatlarının dendogramı………...101 Şekil 4.15 Binükleat Rhizoctonia AG-K izolatlarının morfolojik farklılıkları. Sarımsı
koloni rengi (a), beyaz az hif oluşturan koloni (b)………...102
Şekil 4.16 Binükleat Rhizoctonia AG-K izolatının patojenisitesi. Yüksek derecede virülent izolat (a), kontrol petrisi (b)………..103 Şekil 4.17 ITS gen bölgesi sekans analizi ile oluşturulan Binükleat Rhizoctonia AG-K
izolatlarının dendogramı………..104 Şekil 4.18 Rhizoctonia bataticola izolatlarının morfolojik farklılıkları. Siyah koloni
rengi (a), grimsi siyah koloni rengi (b)……….….…...105 Şekil 4.19 Farklı virülensliğe sahip Rhizoctonia bataticola izolatları. Yüksek derecede
virülent izolat (a), orta derecede virülent izolat (b), kontrol petrisi (c)………...….106 Şekil 4.20 ITS gen bölgesi sekans analizi ile oluşturulan Rhizoctonia bataticola
izolatlarının dendogramı………...108 Şekil 4.21 ITS gen bölgesi sekans analizi ile oluşturulan Rhizoctonia solani AG-4,
AG-5, binükleat Rhizoctonia AG-K ve Rhizoctonia bataticola izolatlarına
ait toplu dendogram………..109 Şekil 4.22 U12 (AG-4) izolatının in vivo patojenisite testi. Enfekteli saksı (solda) ve
kontrol saksısı (sağda) (a), enfekteli tohum (solda) ve kontrol bitkisi (sağda)
(b), U12 izolatının hifleri ile sarılmış nohut tohumu (c)……..………110 Şekil 4.23 IS23 (AG-5) izolatının in vivo patojenisite testi. Enfekteli saksı (solda) ve
kontrol saksısı (sağda) (a), enfekteli bitki (solda) ve kontrol bitkisi (sağda) (b)….111 Şekil 4.24 IS18 (AG-K) izolatının in vivo patojenisite testi. Enfekteli saksı (solda) ve
kontrol saksısı (sağda) (a), enfekteli bitki (b)………..…....111 Şekil 4.25 D33 (Rhizoctonia bataticola) izolatının in vivo patojenisite testi. Enfekteli
saksı (solda) ve kontrol saksısı (sağda) (a), enfekteli bitki gövdesindeki siyahlaşmalar (b), enfekteli bitki kök belirtileri (c), çıkışı engelleyen
fungusun miselleri (d), toprak yüzeyini saran fungusun miselleri (e)………..112 Şekil 4.26 In vitro koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia solani AG-4’e karşı
reaksiyonları. Hipokotil oluşumunun engellenmesi (a), oluşan
hipokotillerin enfeksiyon sonucu ölmesi (b), kontrol petrisi (c)………..…113 Şekil 4.27 In vivo koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia solani AG-4’e karşı
reaksiyonları. Değerlendirme aşamasındaki saksılar (a), inokulumlu (solda) saksı ve kontrol saksısı (sağda) (b)………...……….……….……...114 Şekil 4.28 In vitro koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia solani AG-5’e karşı
reaksiyonları. Hipokotillerin enfeksiyon sonucu ölmesi (a), nispeten sağlıklı
kılcak kök oluşumu (b), kontrol petrisi (c)………...……115
xiii
Şekil 4.29 In vivo koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia solani AG-5’e karşı
reaksiyonları. Değerlendirme aşamasındaki saksılar (a), inokulumlu (solda) saksı ve kontrol saksısı (sağda) (b)………...……….……116 Şekil 4.30 In vitro koşullarda nohut çeşitlerinin binükleat Rhizoctonia AG-K’ya
karşı reaksiyonları. Sağlıklı kılcal kök oluşumu (a), hipokotillerin enfeksiyon sonucu ölmesi (b), kontrol petrisi (c)………...……..………..117 Şekil 4.31 In vivo koşullarda nohut çeşitlerinin binükleat Rhizoctonia AG-K’ya karşı
reaksiyonları. Toprağı saran IS18 izolatının miselleri (a), cılız gelişim gösteren bitkinin devrilmesi (b, c), enfekteli bitkinin kök ve kökboğazındaki
kahverengileşmeler (d), kontrol saksısı (solda) ve enfekteli nohut
bitkisi (sağda) (e)………..118 Şekil 4.32 In vitro koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia bataticola’ya karşı
reaksiyonları. Hipokotil oluşumunun engellenmesi (a), oluşan
hipokotillerin enfeksiyon sonucu ölmesi (b), kontrol petrisi (c)…….…….………120 Şekil 4.33 In vivo koşullarda nohut çeşitlerinin Rhizoctonia bataticola’ya karşı
reaksiyonları. Sarı98 nohut çeşidinin hassas reaksiyon gösteren belirtileri (a), Gökçe nohut çeşidinin gösterdiği belirtiler (b), bütün bitkilerinde ölüm gözlenen Uzunlu99 nohut çeşidinin gösterdiği belirtiler (c), kontrol saksısı (d)…………...120
xiv
ÇİZELGELER DİZİNİ
Çizelge 2.1 Rhizoctonia üzerinde çalışan araştırmacıların bu güne kadar tanımladığı
anastomosis grupları arasındaki ilişki ……….16
Çizelge 2.2 Rhizoctonia solani’deki hifsel anastomosis reaksiyonlarını tanımlamada kullanılan terminolojiler………...………17
Çizelge 2.3 Rhizoctonia solani’deki hifsel anastomosis kategorizasyonu ………..18
Çizelge 3.1 Survey yapılan illerde 2016-2017 yıllarına ait nohut verileri ……….….53
Çizelge 3.2 Survey yapılan il/ilçelerden alınan örnek sayıları ………55
Çizelge 3.3 Anastomosis gruplarının tespitinde kullanılan multinükleat Rhizoctonia test izolatlarının numaraları ve izole edildiği bölgeler……….………..…61
Çizelge 3.4 Rhizoctonia izolatlarının in vitro patojenisite testinde hastalık değerlendirmesinde kullanılan 0-5 skalası………..…….67
Çizelge 3.5 Rhizoctonia izolatlarının in vivo patojenisite testleri değerlendirilmesinde kullanılan 0-4 skalası………...70
Çizelge 3.6 Çeşit reaksiyonu çalışmalarında kullanılan izolatların hastalık şiddeti değerleri….71 Çizelge 3.7 Çeşit reaksiyonları çalışmalarında kullanılan nohut çeşitleri………71
Çizelge 4.1 Denizli, Uşak, Kütahya ve Isparta illerinde 2016 yılında survey yapılan ilçeler, alınan örnek ve izolat sayıları………..75
Çizelge 4.2 Denizli, Uşak ve Kütahya illerinde 2017 yılında survey yapılan ilçeler, alınan örnek ve izolat sayıları………..76
Çizelge 4.3 Denizli, Uşak, Kütahya ve Isparta illerinde 2016-2017 yıllarında yapılan surveylerde incelenen tarla, alınan bitki ve elde edilen izolat sayısı ile izolat elde edilme oranları ……….………..………….77
Çizelge 4.4 Klasik tür teşhisi sonucuna göre il bazında fungus sayıları………...78
Çizelge 4.5 Çimlenme testi sonucunda nohut tohumlarının çimlenme oranları………..79
Çizelge 4.6 In vitro patojenisite testinde virülenslik durumuna göre izolat sayıları……….…...80
Çizelge 4.7 In vitro patojenisite testine tabi tutulan izolatların il/ilçelere göre hastalık şiddeti ortalamaları………...82
Çizelge 4.8 Isparta ilinden elde edilen Rhizoctonia spp. izolatlarının patojenisiteleri………...83
Çizelge 4.9 Uşak ilinden elde edilen Rhizoctonia spp. izolatlarının patojenisiteleri..………….84
Çizelge 4.10 Kütahya ilinden elde edilen Rhizoctonia spp. izolatlarının patojenisiteleri…...….85
xv
Çizelge 4.11 Denizli ilinden elde edilen Rhizoctonia spp. izolatlarının patojenisiteleri……...86 Çizelge 4.12 Fungus gruplarının virülenslik derecelerine göre izolat sayıları……….…87 Çizelge 4.13 Seçim yapılan izolatların dağılımı………...88 Çizelge 4.14 Rhizoctonia solani AG-4-HGII izolatlarının morfolojik ve patojenik özellikleri...93 Çizelge 4.15 Rhizoctonia solani AG-4-HGII izolatlarının genetik farklılıkları………...94 Çizelge 4.16 Rhizoctonia solani AG-5 izolatlarının morfolojik ve patojenik özellikleri……….97 Çizelge 4.17 Rhizoctonia solani AG-5 izolatlarının genetik farklılıkları……….99 Çizelge 4.18 Binükleat Rhizoctonia AG-K izolatlarının morfolojik ve patojenik özellikleri…103 Çizelge 4.19 Binükleat Rhizoctonia AG-K izolatlarının genetik farklılıkları………104 Çizelge 4.20 Rhizoctonia bataticola (Macrophomina phaseolina) izolatlarının morfolojik
ve patojenik özellikleri………...106 Çizelge 4.21 Rhizoctonia bataticola (Macrophomina phaseolina) izolatlarının
genetik farklılıkları……….107 Çizelge 4.22 Rhizoctonia solani AG-4’ün nohut çeşitlerinde neden olduğu hastalık şiddeti
değerleri ve reaksiyon tipleri………...……….114 Çizelge 4.23 Rhizoctonia solani AG-5’in nohut çeşitlerinde neden olduğu hastalık şiddeti
değerleri ve reaksiyon tipleri……….……...116 Çizelge 4.24 Binükleat Rhizoctonia AG-K’nın nohut çeşitlerinde neden olduğu hastalık
şiddeti değerleri ve reaksiyon tipleri………..119 Çizelge 4.25 Rhizoctonia bataticola (Macrophomina phaseolina)' nın nohut çeşitlerinde
neden olduğu hastalık şiddeti değerleri ve reaksiyon tipleri………..…...….121
1 1. GİRİŞ
Yemeklik baklagiller dünyadaki 2 milyardan fazla insan için protein kaynağıdır.
Dünyada insan beslenmesindeki bitkisel proteinlerin %22’si, karbonhidratların %7’si;
hayvan beslenmesindeki proteinlerin %38’i, karbonhidratların %5’i yemeklik tane baklagillerden sağlanmaktadır. Dünya ve Türkiye’de tarla bitkileri üretimi yapılan alanlarda ilk sırayı tahıllar alırken bunu yemeklik baklagiller izlemektedir (Anonim 2019a).
Nohut, soya fasulyesi ve kuru fasulyeden sonra dünyada yetiştiriciliği yapılan en önemli yemeklik tane baklagil bitkisidir (Namvar ve Sharifi 2011). Dünya nohut üretiminin yaklaşık %71’ini Hindistan tek başına karşılarken, Hindistan’ı sırasıyla ABD, Avustralya, Kanada ve Türkiye izlemektedir (Anonim 2019a).
Anavatanı olarak Türkiye’nin Güneydoğu Bölgesi olarak gösterilen nohut bitkisi (Cicer arietinum L.), Güney ve Batı Asya, Hindistan, Etiyopya ve Kuzey Afrika ülkelerinde yaygın olarak kullanılan bir besin maddesi olup lösin, histidin, izolösin, lizin, fenilalanin, treonin ve valin gibi aminoasitlerce oldukça zengindir (Eser ve Soran 1978, Muehlbauer 1993, Akem 1999). Tanelerinde yüksek oranda protein (%18-31) içermesinden dolayı hayvan beslenmesinde ve yeşil gübre olarak da kullanılmaktadır.
Ayrıca nohut, baklagillerin genel bir özelliği olarak köklerinde bulunan Rhizobium spp.
bakterileri ile ortak yaşam sürerek havanın serbest azotunu tespit etmekte ve bulunduğu toprağı azot bakımından zenginleştirmektedir. Nohut, bu özelliği sebebiyle özellikle gelişmekte olan ülkelerdeki geleneksel ürün yetiştirme sistemlerinde oldukça önemli bir yer tutmakta ve toprak koşullarında oluşturduğu bu fiziksel, kimyasal ve biyolojik iyileşmeler nedeniyle ekim nöbetinde kendisinden sonra gelen kültür bitkileri için daha iyi bir gelişme ortamı sağlamaktadır (Eser ve Soran 1978).
Türkiye’de nohut, 2018 yılı verilerine göre 5.144.159 da’lık ekim alanı ile yemeklik tane baklagiller içinde %58’lik paya sahip olup, üretim miktarı 630.000 ton, verim ise 123 kg/da’dır (Anonim 2018). Ülkemizde nohut üretim alanları geniş olmasına rağmen verim istenen düzeyde değildir. Başlıca azalış nedenleri, bölgesel çeşitlerin hastalıklara hassasiyeti, çevresel stres, kuraklık, zararlılar ve hatalı ürün yönetimidir. Üretim azalışındaki en önemli nedenlerin başında Ascochyta yanıklığı, solgunluk ve kök
2
çürüklüğü hastalıkları gelmektedir (Soran 1977, Haware vd. 1986, Maden 1987, Dolar 1996, Nene vd. 1996). Bu hastalıklardan özellikle toprak kökenli olan patojenler ile mücadelenin oldukça zor olması nedeniyle büyük ekonomik kayıplar meydana gelmektedir.
Bugüne kadar dünyanın farklı yerlerinde 50’den fazla patojenin nohutlarda hastalığa sebep olduğunun bildirilmesine rağmen ekonomik önemde zarar yapan birkaç önemli toprak patojeni bulunmaktadır. Bunlar arasında Fusarium oxysporum f. sp. ciceris’in sebep olduğu Fusarium solgunluğu, Verticillium solgunluğu (Verticillium dahliae), kuru kök çürüklüğü (Macrophomina phaseolina, Sin: Rhizoctonia bataticola), kök boğazı çürüklüğü (Sclerotium rolfsii), ıslak kök çürüklüğü (Rhizoctonia solani), siyah kök çürüklüğü (F. solani), Phytophthora kök çürüklüğü (Phytophthora megasperma), Pythium kök ve tohum çürüklüğü (Pythium ultimum), kök dibi çürüklüğü (Operculella padwickii) ve Sclerotinia sclerotiorum’un sebep olduğu gövde çürüklüğü hastalıkları yer almaktadır (Nene ve Reddy 1987). Ülkemizde de Fusarium oxysporum f. sp. ciceris, F. solani, F. acuminatum, F. moniliforme, F. sambucinum, F. equiseti, Rhizoctonia solani, Macrophomina phaseolina ve Cylindrocarpon tonkinense nohutlarda solgunluk ve kök çürüklüğüne neden olan etmenler olarak saptanmıştır (Soran 1977, Yücel ve Güncü 1991, Dolar 1996, Dolar ve Nirenberg 1998).
Rhizoctonia grubu funguslar, dünyanın birçok bölgesinde yaygın olarak bulunan ve birçok bitki türünde ekonomik olarak ürün kayıplarına neden olan toprak kökenli patojenlerden biridir (Ogoshi 1996, Carling vd. 2002, Karaca vd. 2002). Fungus kendi içerisinde çeşitlilik gösteren, geniş ve kompleks bir gruptur (Carling ve Summer 1992).
Çevresel koşullara yüksek oranda adaptasyon göstermesi nedeniyle tüm dünyaya yayılmıştır ve dünyada ekonomik açıdan önemli 200’ü aşkın bitkide yıllık ortalama
%20’den fazla ürün kaybına neden olmaktadır (Clarkson ve Cook 1983, MacNish ve Neate 1996, Cromey vd. 2002).
Rhizoctonia cinsine ait funguslar farklı familyalara ait birçok değişik kültür bitkisinde çıkış öncesi ve çıkış sonrası çökerten, kök ve sap çürüklüğü, hipokotil çürüklüğü, kapsül ve dane çürüklüğü, yaprak lekesi ve yaprak yanıklığı gibi hastalıklara neden olmaktadır (Agrios 1988, Tu vd. 1996).
3
Rhizoctonia türlerinin sklerotları sayesinde toprakta uzun süre canlı kalabildiği, saprofitik rekabetçiliği, patojenik özellikleri, çok hızlı gelişmesi ve geniş konukçu dizisine sahip olması nedeniyle de oldukça tahripkar oldukları bilinmektedir. Bu nedenle hastalığın kimyasal mücadelesi zordur ve ancak sınırlı alanlarda kısmen başarılı olabilmektedir (Mohammadi vd. 2003).
Rhizoctonia solani, seksüel ve aseksüel üreme yapıları incelenerek yapılan sınıflandırma ile teşhis edilebilse de (Hibbett vd. 2007), anamorfik yapılarındaki benzerlikler nedeniyle tanımlanması, gruplandırılması ve taksonomisi oldukça zor yapılmaktadır. Aseksüel spor oluşturmazlar ve doğada nadiren seksüel dönemde bulunurlar (Ganeshamoorthi ve Dubey 2013).
Islak kök çürüklüğüne neden olan R. solani, çoğunlukla toprak neminin yüksek olduğu zamanlarda erken dönemde görülebildiği gibi, bitkinin her döneminde de enfeksiyona neden olabilmektedir. Genellikle genç köklerin uç kısmından başlayan kök çürüklüğüne ve yapraklarda kademeli olarak sararma ve solmaya neden olmaktadır (Dubey ve Dwivedi 2000).
Rhizoctonia bataticola (Taub.) Butler [Sin: Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid]
etmeninin neden olduğu kuru kök çürüklüğü ise, dünya çapında nohut üretimini tehdit eden ciddi bir hastalık durumundadır. Özellikle bitkinin nem stres koşullarına maruz kalması durumunda hastalık şiddetinin daha fazla olduğu belirtilmektedir (Sharma vd.
2010). Hastalık genellikle bitkinin geç çiçeklenme ve kapsül bağlama dönemlerinde görülmekte ve etmen ile bulaşık bitkiler tamamen kurumuş bir hal almaktadır. Enfekteli bitkilerin kök sisteminde, özellikle kılcal köklerin azalmasına neden olan geniş çapta bir kök çürüklüğü görülmektedir (Pande vd. 2004).
Rhizoctonia cinsi yapılarındaki çekirdek sayılarına göre multinükleat (MN, çok çekirdekli), binükleat (BN, iki çekirdekli) ve uninükleat (UN, tek çekirdekli) olarak üç gruba ayrılmaktadır. Bu gruplar içinde hifleri birbiriyle uyumlu olan ve anastomosis yapabilen yani temas ettikleri noktada kaynaşabilen alt gruplar bulunmaktadır ki, bunlar da ‘anastomosis grup’ (AG) olarak tanımlanmaktadır. Bu fikrin amacı, benzer Rhizoctonia izolatlarını bir bütün olarak türden daha homojen olan gruplarda bir araya getirmektir. Bu sınıflandırma sistemi moleküler çalışmaların yanı sıra protein ve yağ
4
asidi analizleri ile serolojik çalışmalardan elde edilen kanıtlarla da desteklenmiştir (Vilgalys ve Cubeta 1994, Sneh vd. 1996, Cubeta ve Vilgalys 1997).
Ogoshi (1987), R. solani izolatlarını hifsel anastomosise göre ilk olarak sınıflandırmış ve 14 anastomosis grubuna (AG 1-13 ve AG BI) ayırmıştır (Carling vd. 1999, 2002, Yang ve Li 2012). BN Rhizoctonia türleri ise 16 anastomosis grubunda (AG-A, AG-B, AG-C, AG-D, AG-E, AG-F, AG-G, AG-H, AG-I, AG-K, AG-L, AG-O, AG-P, AG-Q, AG-R ve AG-S) sınıflandırılmışlardır (Sneh vd. 1994, Hyakumachi vd. 2005, Sharon vd. 2008). Kuzey Amerika’dan elde edilen izolatlar 7 anastomosis grubuna ayrılmıştır (CAG 1-7) (Burpee vd. 1980a,b). Ayrıca MN R. zeae WAG Z ve MN R. oryzae WAG O anastomosis grupları da mevcuttur (Sneh vd. 1996).
Rhizoctonia solani izolatlarının anastomosis gruplandırılması kolay ve kullanışlı bir tekniktir, çünkü farklı araştırıcılar tarafından rapor edilen aynı gruplar arasında farklılık olmamaktadır (Ogoshi 1975).
Anastomosis gruplarının belirlenmesinde kullanılan klasik yöntemler günümüzde halen geçerliliğini korumakla birlikte, yapılan teşhislerin hem zaman alıcı olması hem de bazı zorluklarla karşılaşılmasından dolayı morfolojik karakterler kullanılmadan patojenlerin tespit ve ayırımını sağlayan basit, hızlı ve güvenilir metotlar için sürekli bir talep olmuştur. Son yıllarda yapılan çalışmalarda, RAPD (Randomly Amplified Polymorphic DNA) (Dubey vd. 2012), ISSR (Inter-Simple Sequence Repeats) (Sharma vd. 2005;
Dubey vd. 2012), SSR (Simple Sequence Repeats) (Mwang’Ombe vd. 2007; Dubey vd.
2012) ve ITS (Internal Transcribed Spacer) (Godoy-Lutz vd. 2008; Pannecoucque ve Hofte 2009) gibi moleküler markır teknikleri kullanılarak R. solani’nin genetik çeşitliliği ortaya konulmaya çalışılmıştır (Ganeshamoorthi ve Dubey 2013).
Günümüzde, rDNA-ITS sekans analizi, Rhizoctonia spp.’nin sınıflandırılması için en uygun yöntemdir ve ITS-5.8S rDNA bölgesinin sekans analizi, R. solani alt gruplarının tanımlanması için uygun bir moleküler araç olarak kullanılmaktadır (Hyakumachi vd.
1998, Salazar vd. 2000, Priyatmojo vd. 2001, Carling vd. 2002). İzolatlar arasındaki ve kendi içindeki hifsel anastomosis ilişkileri Fenille vd. (2003) tarafından rDNA-ITS bölgesinin sekans analizi ile çalışılmıştır. Nohutta ise dünyada ilk olarak R. solani
5
izolatlarının anastomosis gruplarını, Ganeshamoorthi ve Dubey (2013) ITS1 ve ITS4 primerlerini kullanarak ITS bölgesinin sekans analizi yöntemiyle belirlemişlerdir.
Dünyada bu zamana kadar yapılan çalışmalarda R. solani AG-1, AG-2-2, AG-2-2LP, AG-2-3, AG-3, AG-4 ve AG-5 anastomosis grupları nohutta patojen olarak tespit edilmiştir (Hwang vd. 2003, Mikhail vd. 2010, Youssef vd. 2010, Dubey vd. 2011, 2014, Ganeshamoorthi ve Dubey 2013, 2015). AG 4 ve AG 5 anastomosis gruplarına karşı nohutun oldukça hassas reaksiyon verdiği yapılan çalışmalarla ortaya konulmuştur (Hwang vd. 2003, Dubey vd. 2011, Ganeshamoorthi ve Dubey 2015).
Türkiye’de günümüze kadar farklı konukçularda (buğday, patates, biber, fasulye, soya fasulyesi, yonca, havuç, şeker pancarı, karanfil, baklagil yem bitkileri, pamuk, soğan, kanyaş, mısır, tütün, farklı meyve ve sebze türleri) anastomosis gruplarının belirlenmesi üzerine yapılan çalışmalarda MN R.solani AG-1-IB, AG-2-1, AG-3, AG-4-HGI, AG-4- HGII, AG-5, AG-6, AG-8, AG-9, AG-10, AG-11 ve MN R. zeae ile BN AG-A, AG-B, AG-Ba, AG-E, AG-F, AG-G, AG-I, AG-K anastomosis grupları tespit edilmiştir (Tuncer ve Erdiller 1990, Demirci ve Döken 1993, 1995, Kural vd. 1994, Demirci ve Kordali 1999, Karaca vd. 2002, Yıldız ve Döken 2002, Demirci vd. 2002, Eken ve Demirci 2003, 2004, Erper vd. 2006, 2011, Gürkanlı vd. 2009, Kılıçoğlu ve Özkoç 2013, Tuncer ve Eken 2013, Ünal vd. 2015, Ünal ve Kara 2017).
Ülkemizde nohutta R. solani anastomosis gruplarının belirlenmesine yönelik olarak yapılan sınırlı sayıdaki çalışmalarda yalnızca R. solani AG-5 tespit edilmiştir (Tuncer ve Erdiller 1990, Demirci vd. 1999).
Dünyanın farklı bölgelerinde ve farklı araştırmacılar tarafından yapılan çalışmalarda, R.
bataticola (Khan vd. 2012, Sharma vd. 2012a, b) ve R. solani (Ganeshamoorthi ve Dubey 2013, Prasad vd. 2014) etmenlerinin, son yıllarda artış gösteren ve ciddi tehdit oluşturan fungal patojenler olduğu vurgulanmıştır. Ülkemizde nohut ekim alanlarında Rhizoctonia solani ve R. bataticola’nın varlığı tespit edilmiş olmakla beraber detaylı çalışma yapılmamış olması nedeniyle zarar oranı ve yaygınlığı hakkında herhangi bir bilgiye ulaşılamamaktadır. Bu nedenle, nohutta, diğer önemli kök patojenleri ile kompleks halinde zarar yapan Rhizoctonia türlerinin, ayrı olarak izole edilip üzerinde detaylı olarak çalışılması gerekmektedir. Rhizoctonia türlerinin neden olduğu
6
hastalıklara karşı tüm dünyada etkili bir kimyasal mücadele programı henüz geliştirilememiştir. Önerilen tohum ilaçlarının koruyuculuğu ise kısa sürmektedir. Bu nedenle tüm dünyada bu patojenlerle mücadele yöntemi olarak dayanıklı nohut çeşitlerinin geliştirilmesi önerilmektedir. Dünyanın farklı bölgelerinde farklı araştırıcılar tarafından R. solani ve R. bataticola etmenlerine karşı nohut çeşit ve hatlarının dayanıklılık durumları ortaya konulmuş olup (Pande vd. 2004, Andrabi vd. 2009, Aghakhani ve Dubey 2009a, Abdel-Monaim 2011, Gupta vd. 2012, Kumar 2015, Reddy vd. 2016), ülkemizdeki durum henüz bilinmemektedir.
Bütün bu nedenlerden dolayı, tez çalışması kapsamında Türkiye’nin yoğun olarak nohut tarımı yapılan 4 ilinde (Uşak, Kütahya, Denizli ve Isparta) yapılan survey çalışmaları ile hastalık belirtisi gösteren bitkilerin toplanması, bu bitkilerden Rhizoctonia spp.
etmenlerinin izolasyonu, tür ve anastomosis gruplarının klasik ve moleküler yöntemlerle belirlenmesi ve ülkemizde yoğun olarak ekimi yapılan tescilli bazı nohut çeşitlerinin, patojenisite testleri sonucu en yaygın ve en agresif olarak belirlenen tür ve anastomosis gruplarına karşı reaksiyonlarının belirlenmesi üzerinde çalışılmıştır.
Bu çalışmada tespit edilen yaygın Rhizoctonia türlerine karşı nohut çeşitlerinin reaksiyonlarının belirlenmesi bu patojenlere karşı mücadele yöntemlerinin geliştirilmesine yardımcı olacağı gibi bölgede yaygın anastomosis gruplarının bilinmesi dayanıklı çeşit ıslahı çalışmalarına büyük ölçüde katkıda bulunacaktır.
7
2. KURAMSAL TEMELLER ve KAYNAK ÖZETLERİ 2.1 Rhizoctonia Cinsi Hakkındaki Kuramsal Bilgiler 2.1.1 Rhizoctonia cinsinin karakteristik özellikleri
Rhizoctonia cinsi, Basidiomycetes sınıfının bir dizi farklı takımına ait, taksonomik olarak çeşitlilik gösteren, anamorfik bir fungus topluluğudur (Carling ve Summer 1992). Rhizoctonia cinsini ilk defa tanımlayan De Candole’nin (1815) orijinal tanımına göre bir fungusun Rhizoctonia olarak sınıflandırılabilmesi için üniform yapıda sklerot oluşturması ve canlı bitkilerin kökleri ile ilişki içerisinde olması gerekmektedir (Carling ve Summer 1992, Stalpers ve Andersen 1996).
Rhizoctonia türleri bölmeli, düzgün ve dik dallanan hifleri bulunan, eşeyli devresinde basidiospor oluşturan, toprakta yaşayan ve tohumla da taşınabilen funguslar olarak bilinmektedir. Birbiriyle nispeten dik açı yapacak şekilde düzgün dallanan hifler fungusun tanınmasında önem taşımaktadır (Sneh vd. 1991) (Şekil 2.1). Fungusun genç hifleri şeffaf ve renksizdir. Olgunlaştıkca hücre duvarlarındaki melanin birikimi nedeniyle koyulaşırlar (Sneh vd. 1994).
Şekil 2.1 Rhizoctonia cinsinin karakteristik hif yapısı
Rhizoctonia türlerinin hif hücrelerinin boyutları arasında farklılık vardır. Hücre çapları (en) 3-17 µm arasında değişkenlik gösterirken hücre boyları 50-250 µm arasında değişmektedir. Binükleat (iki çekirdekli, BN) Rhizoctonia türlerinin hifleri, multinükleat (çok çekirdekli, MN) Rhizoctonia türlerinin hiflerinden daha incedir (Sneh vd. 1994).
8
Rhizoctonia türlerinin çoğu basit veya dallanmış hücre zincirleri şeklinde monilioid hücreler oluştururlar. Bu hücreler konukçu dokusu üzerinde veya içerisinde ve kültürde dağınık ya da zincir şeklinde bulunurlar (Şekil 2.2). Çoğu zaman sklerot oluşturmak için bir araya gelip kümeler oluştururlar. Sklerotlar, genellikle fungusun farklılaşmamış hiflerinden ya da bu sert monilioid hücre kütlelerinden meydana gelirler. Sklerotların şekil ve boyutları Rhizoctonia izolatları arasında farklılık gösterir. Sklerotlar, genellikle konukçu dokusu, bitki artıkları veya agar ortamında yüzeysel ya da doku içerisinde oluşurlar. Rhizoctonia sklerotları ile toprakta uzun süre canlı kalabilmektedir (Sneh vd.
1994).
Şekil 2.2 Zincir şeklindeki monilioid hücreler. Stereo mikroskop altında Safranin-O ile boyalı (a) ve boyasız (b) görünümü.
Rhizoctonia grubu funguslarda septum (bölme) yapısı oldukça karakteristiktir ve dolipor septum adını almaktadır. Dolipor septum yapısı, septumun ortasındaki poru (0.1-0.2 µm) çevreleyen septum çeperinin porun her iki yanında kabarık, zarımsı fıçı şeklinde bir yapı (yaka) oluşturması ile oluşur (Sneh vd. 1994) (Şekil 2.3).
9
Şekil 2.3 Dolipor septum yapısı. Stereo mikroskop (a) ve elektron mikroskobu altındaki (b) görünümü (Sneh vd. 1991).
Rhizoctonia grubu fungusların hif hücrelerindeki çekirdek sayıları da farklılık göstermektedir. Rhizoctonia cinsi, hif hücrelerindeki çekirdek sayılarına göre multinükleat (MN, çok çekirdekli), binükleat (BN, iki çekirdekli) ve uninükleat (UN, tek çekirdekli) olarak üç gruba ayrılmaktadır. Çok çekirdekli türlerdeki çekirdek sayısı, genç hücrelerde 3 ile 28 arasında değişebilir (Sneh vd. 1994).
Sneh vd.’ne (1991) göre, Rhizoctonia cinsinin karakteristik özellikleri;
1. Genç vejetatif hiflerdeki dallanmanın distal bölmenin yanında meydana gelmesi, 2. Hifal dalların orijin noktasına yakın bir bölgede bir bölme oluşması ve dallanma
noktasında hifin boğumlanması,
3. Sklerotların rind (kabuk) ve medulla (öz) olarak farklılaşmaması, 4. Kanca yapısı (clamp connection), konidium ve rhizomorf bulunmaması, 5. Dolipor bölme bulunması olarak kabul edilmiştir.
Bunlara ek olarak çekirdek sayısı, koloni morfolojisi, hif çapı, koloni ve sklerot rengi, patojenisitesi gibi kriterler de kullanılmıştır. Bu karakteristik özellikler doğrultusunda bu güne kadar rapor edilen yüz Rhizoctonia türünün sadece kırk dokuz tanesinin gerçekten Rhizoctonia türü olduğu, on bir tanesinin Rhizoctonia türü olmadığı ve kırk tanesinin ise Rhizoctonia türü olup olmadığının belirsiz olduğu tespit edilmiştir. Ayrıca, daha önceden Sclerotium ve diğer cinsler içerisinde tanımlanan bazı türlerin de gerçekte Rhizoctonia türleri olduğu tespit edilmiştir (Ogoshi 1987).
10
Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid. (Sin: Rhizoctonia bataticola) izolatları arasında ise piknidium oluşturup oluşturmaması, mikrosklerotlarının büyüklük farklılıkları gibi özelliklerde yüksek oranda varyasyon görülmektedir. Piknidiumlar 100-200 μm çapında, koyu grimsi, yaşlandıkça siyaha dönen renkte, küresel veya yassı küresel şekilli olabilmektedir. Konidiumlar ise 14-33x6-12 μm ebatlarında, tek hücreli, hiyalin yapıda, eliptik ya da oval şekillidir. Mikrosklerotlar siyah renkli, pürüzsüz ve yuvarlak, dikdörtgenimsi veya düzensiz olabilmektedir. Hifal hücrelerin bir araya gelmesiyle oluşan mikrosklerotlar 50-200 bireysel hücrenin meydana getirdiği bir melanin yapıdan meydana gelmektedir (Şekil 2.4). Kültür koloni renkleri beyazdan kahverengiye değişmekle birlikte yaşlandıkça gri ve koyu renk alabilmektedir. Hif dallanması genellikle dik açı ile olmakla beraber daha dar açılarla da olabilmektedir.
Misellerde havai gelişim görülebilmektedir. Bazı izolatlar konsantrik büyüme halkaları oluşturabilmektedirler (Dhingra ve Sinclair 1978).
Şekil 2.4 Macrophomina phaseolina’nın mikrosklerot ve hif yapısı
2.1.2 Rhizoctonia cinsinin tarihçesi
Rhizoctonia cinsi ilk defa 1815 yılında De Candole tarafından tanımlanmıştır (Ogoshi 1975).
En önemli ve üzerinde en çok çalışılan Rhizoctonia türü olan R. solani Kühn (teleomorf:
Thanatephorus cucumeris [Frank] Donk) ilk kez Julius Kühn tarafından 1858’de hastalıklı patates yumruları üzerinde tespit edilmiştir (Carling ve Summer 1992).
11
Rhizoctonia bataticola (Taub.) Butler’ın bitki patojeni olarak tanımlanması Halsted (1890) tarafından yapılmıştır. Taubenhaus (1913), spor oluşturmadığı için cins adını Sclerotium, tür adını ise tatlı patates (Ipomea batatus L.) bitkisinde patojen olduğu için bataticola olarak koymuştur. Briton Jones (1925), fungusu Butler’ın (1918) kültür teşhis kriterlerine dayanarak Rhizoctonia cinsine transfer etmiştir. Ashby (1927), Macrophomina’yı kabul etmiş ancak Macrophomina phaseoli’yi reddederek, Tassi’nin daha önceden bu şekilde tanımladığının farkında olmayarak, R. bataticola’nın piknidiyal evresi olarak yeni bir ikili isimlendirme olan M. phaseolina’yı önermiştir.
Haigh (1930), R. bataticola’nın sklerot oluşturan, M. phaseolina’nın ise piknidium oluşturan funguslarda kullanılabileceğini belirtmiştir. Goidanich (1947), Tassi'nin orijinal materyalini inceleyerek Macrophomina phaseoli, M. corchori, M. cajani, M.
sesami, M. philippinensis, Dothiorella cajani ve D. phaseoli ile karşılaştırmış ve hepsinin aynı olduğunu onaylamıştır. Böylece Ashby tarafından yapılan hatayı düzeltmiştir. Uluslararası Botanik Adlandırma Termonolojisine göre, Macrophomina phaseolina’nın, R. bataticola'nın piknitli dönemi için geçerli isim olduğu kabul edilmiştir (Srinivas 2016).
Kuru kök çürüklüğüne sebep olan Rhizoctonia bataticola (Sin: Macrophomina phaseolina) ilk kez Hindistan’da Mitra (1931) tarafından bildirilmiş ve bu tarihten itibaren Hindistan, İran, Lübnan, Meksika, Suriye, Türkiye, ABD, Avustralya, Etiyopya ve Pakistan’ın farklı bölgelerinde de rapor edilmiştir (Westerlund vd. 1974, Nene ve Reddy 1987).
1900’lü yılların başlarında Bernard (1909) tarafından Rhizoctonia ile ilgili bazı çalışmalar yapılmaya başlanmış ve orkideler ile Rhizoctonia türleri arasındaki mikorizal ilişkiler ilk defa bu dönemde bildirilmiştir. Daha sonra Rhizoctonia ile ilgili çalışmalar artmış ve çığır açan incelemelerden biri olan anastomosis grupları (AG)’nın varlığı ve rolü ilk defa Matsumoto (1921), Matsumoto vd. (1932) ve Schultz (1936)’un çalışmalarına dayandırılarak rapor edilmiştir (Sneh vd. 1996).
1950’li yıllarda R. solani’nin anastomosis grupları Richter ve Schneider (1953), formları Exner (1953), birkaç tipi ve eşeyli dönemleri Olive (1957) ve topraktaki ekolojileri Rao (1959) tarafından incelenmiştir. İzolasyon teknikleri ile ilgili
12
karşılaştırmalı çalışmalar da Boosalis ve Scharen (1959) tarafından rapor edilmiştir (Sneh vd. 1996).
1960’lı yıllarda Rhizoctonia fungusu ile mücadelede etkili birçok hipovirulent ırk ve Trichoderma türlerine ait fungal antagonistler tespit edilmiş ve bakteriyel biokontrol ajanları olan Bacillus ve Pseudomonas türleri de yaygın olarak Parmeter vd. (1969) tarafından incelenmiştir. Ayrıca bu dönemde R. solani türünde 4 farklı anastomosis grubunun (AG 1-4) belirlendiği rapor edilmiş ve ilk defa ‘köprü’ izolatlarının varlığına işaret edilmiştir (Sneh vd. 1996). Bu rapor R. solani türlerinde anastomosis gruplarının öneminin yeniden keşfi açısından büyük önem taşımaktadır.
1970’li yıllarda Ogoshi (1976) ve Kuninaga vd. (1978) tarafından yapılan çalışmalar neticesinde AG sayısı 4 den 7’ye (AG 1-7) çıkmış ve bazı alt gruplar rapor edilmiştir (Sneh vd. 1996). Binukleat (iki çekirdekli, BN) Rhizoctonia’ların anastomosis grupları da ilk defa Ogoshi vd. (1979) tarafından bu dönemde ortaya konulmuştur.
1980’li yıllarda R. solani AG sayısı 11’e (AG 1-11) yükselmiştir (Carling vd. 1994). İlk defa Ogoshi (1987) tarafından R. solani’nin anastomosis gruplarının alt grupları için isim olarak intra spesifik grup (ISG) terimi bu dönemde önerilmiştir.
1990’lı yıllarda R. solani AG sayısı artmaya devam etmiş ve 12’ye (AG 1-12) yükselmiştir. Bu dönemde biyoteknik çalışmalar artmış, transgenik dayanıklı bitki kullanımı (Brogue vd. 1991), ELISA ile tespit (Benson 1992), ribozomal DNA polimorfizminin kullanımı (Liu vd. 1993), RAPD çalışmaları (Duncan vd. 1993) ve diğer moleküler teknikler de rapor edilmiştir (Carling vd. 1994).
Günümüzde ise Rhizoctonia’nın sınıflandırılmasında kullanılan klasik, biyokimyasal ve moleküler çalışmalar gelişerek devam etmiş ve R. solani AG sayısı 14’e (AG 1-13 ve AG BI) yükselmiştir (Carling vd. 2002). Binükleat Rhizoctonia türleri, R. repens ve R.
anaticula hariç, 2005 yılında 21 iken (Sneh vd. 1994, Hyakumachi vd. 2005) 2008 yılında bazı grupların çıkarılması, kaybolması ya da başka gruplara transferi sebebiyle 16 olarak bildirilmiştir (Sharon vd. 2008).
13 2.1.3 Rhizoctonia grubu fungusların taksonomisi
Rhizoctonia grubu fungusların çok fazla olması ve çeşitliliği, bu grubu daha küçük, daha homojen ve daha anlaşılabilir bir hale getirme ihtiyacını ortaya çıkarmıştır (Carling ve Summer 1992).
Rhizoctonia grubu funguslarda tek bir hücredeki çekirdek sayısı, Rhizoctonia türlerinin multinükleat (MN), binükleat (BN) ve uninükleat (UN) gruplarına ayrılmasında kullanılan önemli bir taksonomik kriterdir (Kuramae vd. 2003). Her hücresinde üç veya daha fazla çekirdek bulunduran, geniş hifli (6-10μm çaplı) MN Rhizoctonia türleri R.
solani (teleomorf: Thanatephorus cucumeris), R. oryzae (teleomorf: Waitea circinata var. oryzae), R. zeae (teleomorf: W. circinata var. zeae), R. agrostis (teleomorf: W.
circinata var. agrostis) ve R. circinata (teleomorf: W. circinata) ile temsil edilirler.
Her hücresinde iki (nadiren bir veya üç) çekirdek bulunduran, dar hifli (4-7μm çaplı) BN Rhizoctonia türlerinin teleomorfları Ceratobasidium ve Tulasnella cinsleri içerisinde yer alır (Ogoshi 1987, Kuramae vd. 2003, Sharon vd. 2008). Her bir hücresinde tek bir çekirdek bulunduran UN Rhizoctonia türleri ise (teleomorf:
Ceratobasidium bicorne) üçüncü bir grup olarak tanımlanmıştır (Sharon vd. 2008).
Rhizoctonia bataticola’nın taksonomik durumu bilim insanları tarafından halen tanımlanamamıştır, ancak Macrophomina phaseolina’nın R. bataticola’nın piknidiyal dönemi olduğunu gösteren birçok rapor bulunmaktadır (Ram ve Singh 2018).
2.1.3.1 Rhizoctonia grubu fungusların anamorfik sınıflandırması
Rhizoctonia grubu fungusların anamorfik sınıflandırmasına göre, Deuteromycota şubesi, mycelia sterilia form ordosu içerisinde R. solani, binükleat Rhizoctonia, R. zeae, R.
oryzae ve uninukleat Rhizoctonia form türleri yer almaktadır (Barnett ve Hunter 1998).
14
Şekil 2.5 Rhizoctonia grubu fungusların anamorfik sınıflandırması (Gürkanlı 2005‘ten alınıp revize edilmiştir)
Ogoshi (1987), R. solani izolatlarını hifsel anastomosise göre ilk olarak sınıflandırmış ve 14 anastomosis grubuna (AG 1-13 ve AG BI) ayırmıştır (Carling vd. 1999, 2002, Yang ve Li 2012). BN Rhizoctonia türleri ise 16 anastomosis grubunda (AG-A, AG-B, AG-C, AG-D, AG-E, AG-F, AG-G, AG-H, AG-I, AG-K, AG-L, AG-O, AG-P, AG-Q, AG-R ve AG-S) sınıflandırılmışlardır (Sneh vd. 1994, Hyakumachi vd. 2005, Sharon vd. 2008). Kuzey Amerika’dan elde edilen izolatlar 7 anastomosis grubuna ayrılmıştır (CAG 1-7) (Burpee vd. 1980a,b). Ayrıca R. zeae WAG Z ve R. oryzae WAG O anastomosis grupları da mevcuttur (Sneh vd. 1996) (Şekil 2.5).
2.1.3.2 Rhizoctonia grubu fungusların teleomorfik sınıflandırması
Teleomorfik sınıflandırmaya göre Rhizoctonia spp., Dikarya alt alemi, Basidiomycota alt bölümü, Hymenomycetes sınıfı içerisinde yer alan Thanatephorus [anamorf: R.
solani Kühn (1858)], Ceratobasidium (anamorf: binükleat Rhizoctonia), Tulasnella [anamorf: R. repens Bernard (1904)] ve Waitea [anamorf: R. zeae Voorhees (1938), R.
oryzae Ryker ve Gooch (1938), R. circinata, R. agrostis] cinslerinden birisi içerisinde yer almaktadır (Sneh vd. 1991, Carling ve Summer 1992, Toda vd. 2007) (Şekil 2.6).
15
Şekil 2.6 Rhizoctonia grubu fungusların teleomorfik sınırlandırması (Gürkanlı 2005)
2.1.3.3 Macrophomina phaseolina (Rhizoctonia bataticola)’ nın taksonomisi Macrophomina phaseolina’nın taksonomik tanımı aşağıdaki şekildedir:
Alem Fungi Şube Ascomycota Altşube Pezizomycotina Sınıf Dothideomycetes Takım Botryosphaeriales Familya Botryosphaeriaceae Cins Macrophomina Tür phaseolina
16
Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid.’in birçok sinonimi bulunmaktadır (Karaca 1974). Macrophoma corchori Saw., Macrophoma cayani Syd. et Butl., Macrophoma cajani Syd. et Butl., Macrophoma cajani Syd. et Butl., Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid., Macrophomina phaseoli (Maubl.) Ashby, Macrophomina sesami Saw., Macrophomina phlippinensis Petr., Dothiorella cajani Syd. et Butl., Rhizoctonia lamellifera Small., Rhizoctonia bataticola (Taub.) Butl., Sclerotium bataticola Taub., Sclerotium monohistum Maresq. gibi sinonimleri vardır.
2.1.4 Rhizoctonia solani’nin hifsel anastomosis reaksiyonlarının karakterizasyonu Rhizoctonia türlerinin gruplandırılması temelde hifsel anastomosis reaksiyonuna dayanır (Sneh vd. 1996). R. solani’de hifsel anastomosis ilk olarak Matsumoto (1921) tarafından tanımlanmıştır (Johnk ve Jones 1992). Schultz (1936) ise ilk kez izolatları anastomosis yeteneklerine göre gruplandırmıştır (Sneh vd. 1996). Daha sonra Flentje ve Stretton (1964), Richter ve Schneider (1953) ve Parmeter vd. (1969) tarafından anastomosis reaksiyonlarına göre gruplandırma çalışmaları yapılmış ve bu araştırıcılar tarafından farklı gruplandırma sistemleri kullanılmıştır. Araştırıcıların tanımladığı anastomosis grupları ve bu grupların bugünkü karşılıkları Çizelge 2.1’de verilmiştir.
Çizelge 2.1 Rhizoctonia üzerinde çalışan araştırmacıların bu güne kadar tanımladığı anastomosis grupları arasındaki ilişki (Sneh vd. 1996)
Yıl Yazar Önerilen Grup Bugünkü Karşılığı
1936 Schultz
1.Grup I (hortensis) 2. Grup II (brassicae)
3.Grup III (typica) 4.Grup IV (chicorii endiviae)
5.Grup V (fuchsiae)
(AG 1) (AG 2) (AG 3) (AG 4) (binükleat)
1953 Richter ve Schneider
1. Füzyon grup A 2. Füzyon grup B 3. Füzyon grup C 4. Füzyon grup D ‘cruciferen’
5. Füzyon grup E 6. Füzyon grup F ‘patates’
(AG 1) (AG 5) (AG 4) (AG 2) (binükleat)
(AG 3)
1969 Parmeter vd.
1. (AG 1) 2. (AG 2) 3. (AG 3) 4. (AG 4)
(AG 1) (AG 2) (AG 3) (AG 4)
