Patates (Solanum tuberosum L.) genotiplerinin tuz stresine tepkilerinin laboratuvar ve sera koşullarında karşılaştırılması

T.C.

NİĞDE ÖMER HALİSDEMİR ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ

TARIMSAL GENETİK MÜHENDİSLİĞİ ANABİLİM DALI

PATATES (Solanum tuberosum L.) GENOTİPLERİNİN TUZ STRESİNE TEPKİLERİNİN LABORATUVAR VE SERA KOŞULLARINDA KARŞILAŞTIRILMASI

CEHİBE TARİM

Nisan 2019 C. TARİM, 2019YÜKSEK LİSANS TEZİNİĞDE ÖMER HALİSDEMİR ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ

T.C.

NİĞDE ÖMER HALİSDEMİR ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ

TARIMSAL GENETİK MÜHENDİSLİĞİ ANABİLİM DALI

PATATES (Solanum tuberosum L.) GENOTİPLERİNİN TUZ STRESİNE TEPKİLERİNİN LABORATUVAR VE SERA KOŞULLARINDA

KARŞILAŞTIRILMASI

CEHİBE TARİM

Yüksek Lisans Tezi

Danışman

Prof.Dr. Mehmet Emin ÇALIŞKAN

Nisan 2019

iv

v

iv ÖZET

PATATES (Solanum tuberosum L.) GENOTİPLERİNİN TUZ STRESİNE TEPKİLERİNİN LABORATUVAR VE SERA KOŞULLARINDA

KARŞILAŞTIRILMASI

TARİM, Cehibe

Niğde Ömer Halisdemir Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü

Tarımsal Genetik Mühendisliği Anabilim Dalı

Danışman : Prof Dr. Mehmet Emin ÇALIŞKAN

Nisan 2019, 90 sayfa

Strese toleranslı çeşit ıslah programlarının başarıya ulaşması için doğru gen kaynaklarının ve etkili seleksiyon yöntemlerinin kullanılması gerekmektedir. Bu çalışmada, farklı 25 patates genotipinin laboratuvar ve sera koşullarında tuzluluk stresine tepkileri karşılaştırılmıştır. Genotipler, doku kültüründe yaklaşık 4 hafta boyunca, MS0 besi ortamında büyütülmüştür. Saksılarda bir aylık gelişimin ardından bitkilerin yarısı tuzlu (120 mM NaCl) su ile sulanırken diğer yarısı normal çeşme suyu ile sulanmıştır. Laboratuvar çalışmasında ise bitkicikler standard MS0 ve NaCI (120 mM) içeren MS0 besi ortamlarında 7 hafta boyunca büyütülerek gelişim farklılıkları incelenmiştir. Sera koşullarında, yumru verimi açısından CIP800258, CIP397100.9, CIP392032.2, CIP304406.31 genotiplerinin tuza stresine karşı toleranslı, CIP380496.6, CIP396273.48, CIP398208.219 ve DT12062.42 genotiplerinin ise hassas olduğu tespit edilmiştir. Sonuç olarak patateste tuzluluğa toleranslı çeşit geliştirilmesini amaçlayan ıslah programlarında gerek ebeveyn seçiminde gerekse seleksiyonun doğru bir şekilde yapılmasında yumru oluşumu ve büyümesinin ölçülmesine olanak veren yöntemlerin kullanılmasının daha uygun olacağı belirlenmiştir.

Anahtar Sözcükler: Patates, tuz stresi, sera, laboratuvar

v SUMMARY

COMPARISON OF POTATO GENOTYPES FOR SALT TOLERANCE UNDER LABORATORY AND GREENHOUSE CONDITIONS

TARİM, Cehibe

Niğde Ömer Halisdemir University

Graduate School of Natural and Applied Sciences Department of Agricultural Genetic Engineering

Supervisor :Prof. Dr. Mehmet Emin ÇALIŞKAN

April 2019, 90 page

Breeding programmes particularly demand proper selection of gene sources and efficient selection methods. In this study, 25 different potato genotypes were investigated to salinity stress under greenhouse and laboratory conditions. Plants were propagated in MS0 approximately 4 weeks. One month after transplanting, half of the plants were subjected to 120 mM NaCI stress in greenhouse until harvest maturity. In the laboratory study, plant growth rates were measured in MS0 medium containing MS0 and NaCL (120mM) for 7 weeks. In greenhouse conditions, in terms of tuber yield, CIP800258, CIP397100.9, CIP392032.2, CIP304406.31 were tolerant to salt stress, CIP380496.6, CIP396273.48, CIP398208.219 and DT12062.42 genotypes were sensitive to salt stress. As a conclusion, advantage of obtaining yield data in greenhouse conditions and convenience for parent choosing and accurate selections during breeding programmes to develop salt tolerant potatoes are major outputs that will lead establishing trials in greenhouse conditions rather than laboratory.

Keywords: Potato, salt stress, laboratory, greenhouse

vi ÖN SÖZ

Yüksek lisans tez çalışmamın yürütülmesi esnasında, çalışmalarımın her aşamasında yanımda olan, yön veren, bilgi ve yardımlarını, ilgi ve alakasını esirgemeyen ve bana her türlü desteği sağlayan değerli danışman hocam, Sayın Prof. Dr. Mehmet Emin ÇALIŞKAN’a en içten teşekkürlerimi sunarım. Yüksek lisans tez çalışmam esnasında laboratuar analizleri ve istatiksel analizlerde yardım ve desteğini esirgemeyen Doç. Dr. Ufuk DEMİREL’e ve bilgi ve deneyimlerini esirgemeyen Prof. Dr. Sevgi ÇALIŞKAN’a teşekkür ederim. Tez çalışmamın başından sonuna en büyük destekçilerim canım arkadaşlarım Ayten Kübra YAĞIZ ve Caner YAVUZ’a çok ama çok teşekkür ederim. Yardımları için başta Hasan AĞRI olmak üzere Ramazan İlhan AYTEKİN’e, İbrahim KÖKEN’e, Serhat ÖZDAMAR’a, Ceren BAŞTAŞ’a, Mehmet BEDİR'e ve Mustafa ÇAKICI’ya teşekkür ederim.

Bu tezi, sadece bu çalışmam boyunca değil, tüm öğrenim hayatım boyunca maddi ve manevi desteklerini esirgemeyen babam Ali TARIM’a, annem Şükran TARIM’a, ablam Havva TARIM’a ve kardeşim Süleyman TARIM’a ithaf ediyorum.

Bu çalışmaya FEB 2016/29- YÜLTEP numaralı proje ile finansal destek sağlayan Niğde Ömer Halisdemir Üniversitesi Bilimsel Araştırma Projeleri Birimine ve çalışanlarına katkılarından dolayı teşekkür ederim.

vii İÇİNDEKİLER

ÖZET ... iv

SUMMARY ... v

ÖN SÖZ ... vi

İÇİNDEKİLER ... vii

ÇİZELGELER DİZİNİ ... ix

ŞEKİLLER DİZİNİ ... xii

SİMGE VE KISALTMALAR ... xiv

BÖLÜM I GİRİŞ ... 1

BÖLÜM II GENEL BİLGİLER ... 2

2.1 Toprakların Tuzluluk Durumu ... 2

2.2 Bitkilerde Tuz Stresi ... 3

2.3 Biyokimyasal Cevap Mekanizmaları ... 6

2.3.1 Malondialdehit ... 6

2.3.2 Prolin ... 6

2.3.3 Reaktif oksijen türleri ... 7

2.4 Patateste Tuz Stresi ... 8

BÖLÜM III MATERYAL VE METOT ... 12

3.1 Materyal ... 12

3.2 Metot ... 13

3.2.1 Patates genotiplerinin tuz stresine tepkisinin laboratuvar (in vitro) koşullarında karşılaştırılması ... 14

3.2.2 Patates genotiplerinin tuz stresine tepkisinin sera (in vivo) koşullarında karşılaştırılması ... 15

BÖLÜM IV BULGULAR VE TARTIŞMA ... 20

4.1 Laboratuvar Koşullarında Yürütülen Deneme Sonuçları ... 20

4.1.1 Sap uzunluğu ... 20

4.1.2 Kök uzunluğu ... 24

4.1.3 Sap Yaş Ağırlığı ... 26

4.1.4 Kök Yaş Ağırlığı ... 29

4.1.5 Bitki Boğum Sayısı ... 32

viii

4.2 Sera Koşullarında (in vivo) Yürütülen Deneme Sonuçları ... 35

4.2.1 Bitki boyu ... 35

4.2.2 Kök uzunluğu ... 40

4.2.3 Kök yaş ağırlığı ... 43

4.2.4 Kök kuru ağırlığı ... 45

4.2.5 Agronomik analizler ... 49

4.2.6 Yumru kuru madde oranı ... 56

4.2.7 Biyokimyasal Analizler ... 61

4.2.7.1 Prolin İçeriği ... 61

4.2.7.2 Malondialdehit (MDA) içeriği ... 63

4.2.7.3 Hidrojen peroksit (H₂O₂ ) içeriği ... 65

4.2.8Klorofil indeksi ... 67

4.2.9Fotosentez hızı ve stoma iletkenliği ... 70

4.2.10 Hücre zararlanma oranı ... 71

4.3Stres Tolerans ve Stres Hassasiyet İndeksi ... 72

BÖLÜM V SONUÇ ... 78

KAYNAKLAR ... 79

ÖZ GEÇMİŞ ... 90

ix

ÇİZELGELER DİZİNİ

Çizelge 3.1. Tez çalışmada kullanılan patates genotipleri ... 13 Çizelge 3.2. Tez çalışmasında kullanılan MS0 besi ortamı içeriği ... 14 Çizelge 4.1. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin sap

uzunluklarına ilişkin varyans analiz sonuçları ... 21 Çizelge 4.2. Laboratuvar (in vitro) koşullarında kontrol ve tuz stresi altında gelişen

genotiplerin ortalama sap uzunluğu (mm) değerleri ve Duncan analiz sonuçları. ... 22 Çizelge 4.3. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kök

uzunluğuna ilişkin varyans analiz sonuçları ... 24 Çizelge 4.4. Laboratuvar (in vitro) koşullarında kontrol ve tuz stresi altında gelişen

genotiplerin ortalama kök uzunluğu değerleri(mm) ve Duncan analiz sonuçları. ... 25 Çizelge 4.5. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin sap yaş

ağırlığına ilişkin varyans analiz sonuçları ... 27 Çizelge 4.6. Laboratuvar (in vitro) koşullarında kontrol ve tuz stresi altında gelişen

genotiplerin ortalama sap yaş ağırlığı değerleri(mg) ve Duncan analiz sonuçları. ... 28 Çizelge 4.7. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kök yaş

ağırlığına ilişkin varyans analiz sonuçları ... 29 Çizelge 4.8. Laboratuvar (in vitro) koşullarında kontrol ve tuz stresi altında gelişen

genotiplerin ortalama kök yaş ağırlığı değerleri(mg) ve Duncan analiz sonuçları ... 32 Çizelge 4.9. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin boğum

sayısına ilişkin varyans analiz sonuçları ... 33 Çizelge 4.10. Laboratuvar (in vitro) koşullarında kontrol ve tuz stresi altında gelişen

genotiplerin ortalama boğum sayısı değerleri( adet/bitki) ve Duncan analiz sonuçları ... 34 Çizelge 4.11. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin çiçeklenme

dönemi bitki boyu için varyans analiz sonuçları ... 38

x

Çizelge 4.12. in vivo çiçeklenme dönemi ortalama bitki sap uzunlukları (cm) değerleri

ve Duncan analiz sonuçları……….. 41

Çizelge 4.13. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kök

uzunluğu için varyans analiz sonuçları ... 41 Çizelge 4.14. in vivo hasat sonrası ortalama bitki kök uzunlukları (cm) değerleri ve

Duncan analiz sonuçları ... 42 Çizelge 4.15. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kök yaş

ağırlık için varyans analiz sonuçları ... 43 Çizelge 4.16. in vivo hasat sonrası ortalama bitki kök yaş ağırlığı(g) değerleri ve

Duncan analiz sonuçları ... 44 Çizelge 4.17. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kök kuru

ağırlık için varyans analiz sonuçları ... 45 Çizelge 4.18. in vivo hasat sonrası ortalama bitki kök kuru ağırlığı(g) değerleri ve

Duncan analiz sonuçları ... 47 Çizelge 4.19. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin yumru

verimine ilişkin varyans analiz sonuçları ... 49 Çizelge 4.20. Kontrol ve stres grubu yumru verimi(g/bitki) ve Duncan analiz

sonuçları ... 50 Çizelge 4.21. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin yumru

sayısına ilişkin varyans analiz sonuçları ... 51 Çizelge 4.22. Kontrol ve stres grubu bitki başına yumru sayısı değerleri(adet/bitki) ve

Duncan analiz sonuçları ... 53 Çizelge 4.23. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin kuru madde

oranı için varyans analiz sonuçları ... 56 Çizelge 4.24. Kontrol ve stres grubu yumru kuru madde(g) değerleri ve Duncan analiz

sonuçları ... 57 Çizelge 4.25. Kontrol ve stres koşulları altında yetiştirilen bitkilerin Pearson korelasyon

analizi ... 59 Çizelge 4.26. Kontrol ve stres koşulları altında yetiştirilen bitkilerin Pearson korelasyon

analizi ... 60 Çizelge 4.27. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin prolin

içerikleri için varyans analiz sonuçları ... 62 Çizelge 4.28. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin MDA

içerikleri için varyans analiz sonuçları ... 64

xi

Çizelge 4.29. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin H2O₂

içerikleri için varyans analiz sonuçları ... 65 Çizelge 4.30. Sera denemesinde elde edilen biyokimyasal analiz bulgularının Pearson

korrelasyon tablosu ... 67 Çizelge 4.31. Sera denemesi yumru ağırlığı ve laboratuvar bitki yaş ağırlıkları

bakımından stres tolerans ve stres hassasiyet indeksleri ... 74 Çizelge 4.32. Sera denemesi ve laboratuvar sap uzunlukları bakımından stres tolerans

ve stres hassasiyet indeksleri ... 76 Çizelge 4.33. Spearman korelasyonu stres tolerans indeksine göre özelliklerin

karşılaştırılması ... 77 Çizelge 4.34. Spearman korelasyonu stres hassasiyet indeksine göre özelliklerin

karşılaştırılması. ... 77

xii

ŞEKİLLER DİZİNİ

Şekil 4.1. Kontrol ve 120 mM NaCI stres koşulları altında in vitro yetiştirilmiş Hermes

çeşidine ait bitkiciklerden bir görüntü (a: kontrol, b: stres). ... 20

Şekil 4.2. Genotiplerin in vitro kotrol ve stres koşullarındaki sap uzunlukları ... 23

Şekil 4.3. Genotiplerin in vitro kontrol ve stres grubunun kök uzunlukları ... 26

Şekil 4.4. Genotiplerin in vitro kontrol ve stres grubunun sap yaş ağırlıkları. ... 29

Şekil 4.5. Genotiplerin in vitro kontrol ve stres grubunun kök yaş ağırlıkları ... 31

Şekil 4.6. Genotiplein in vitro kontrol ve stres grubunun boğum sayıları ... 35

Şekil 4.7. in vitro bitkiciklerin seraya aktarılması ... 36

Şekil 4.8. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres grubunun stres öncesi bitki boyları ... 37

Şekil 4.9. Genotiplerinin vivo kontrol ve stres grubunun çiçeklenme dönemi bitki boyları ... 38

Şekil 4.10. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres grubunun kök uzunlukları ... 43

Şekil 4.11. in vivo kontrol ve stres grubunun kök yaş ağırlıkları ... 45

Şekil 4.12. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres grubunun kök kuru ağırlıkları ... 48

Şekil 4.13. Tuz stresine morfolojik olarak toleranslı (a: 380496.6) ve hassas ... 48

Şekil 4.14. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres koşulları altında yumru verimi... 51

Şekil 4.15. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres koşulları altında bitki başına düşen yumru sayısı ... 54

Şekil 4.16. Verim açısından toleranslı (a: 800258) ve hassas (396273.48) olan iki genotip ... 55

Şekil 4.17. Kontrol ve stres koşulları altında gelişen yumruların kuru madde miktarları ... 58

Şekil 4.18. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres koşulları altında yetişen bitkilerin prolin içerikleri ... 62

Şekil 4.19. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres koşulları altında yetişen bitkilerin MDA içerikleri ... 64

Şekil 4.20. Genotiplerin in vivo kontrol ve stres koşulları altında yetişen bitkilerin H2O2 içerikleri ... 66

Şekil 4.21. Tuz stresi ve kontrol koşulları altında yetiştirilen patates genotiplerinde stres öncesi ve çiçeklenme dönemi klorofil ölçümleri ... 68

xiii

Şekil 4.22. Tuz stresi ve kontrol koşulları altında yetiştirilen bitkilerin farklı ... 69 Şekil 4.23. Tuz stresi ve kontrol koşulları altında yetiştirilen bitkilerin farklı

zamanlardaki fotosentez hızı ve stoma iletkenliği ... 71 Şekil 4.24. Patates genotiplerine ait hücresel zararlanma yüzdeleri ... 72

xiv

SİMGE VE KISALTMALAR

Simgeler Açıklama

mm Milimetre

g Gram

L Litre

ml Mililitre

mg Miligram

cm Santimetre

ha Hektar

da Dekar

% Yüzde

pH pH metre

mM Milimolar

µmol Mikromolar

dS Deciseimens

mS Miliseimens

Kısaltmalar Açıklama

NaCI Sodyum Klorür

CIP Uluslararası Patates Merkezi

MS Murasige- Skoog

M Molar

MDA Malondialdehit

H2O2 Hidrojen Peroksit

1 BÖLÜM I

GİRİŞ

Güney Amerika kökenli bir bitki olan ve Avrupa' ya ilk defa 1570 yılında İspanyol gemicileri tarafından getirilen patates önce Güney İspanya bölgesinde yetiştirilmiş, daha sonra buradan Avrupa’nın diğer bölgelere ve diğer kıtalara yayılmıştır. Patates tek yıllık bir endüstri bitkisi olup genel olarak ılıman ve serin iklimlerde yetiştiriciliği yapılmaktadır (Çalışkan vd., 2010). Dünyanın hemen her bölgesinde üretim ve tüketimi yapılan patates, özellikle gelişmemiş ülkeler için önemli bir besin kaynağı olup, yemeklik ve sanayide (cips, kızartma, nişastalık vs.) değişik şekillerde kullanılarak tüketilmektedir. Ayrıca küçük patates yumruları hayvan yemi olarak da değerlendirilmektedir. Patatesten birim alanda alınan ürün miktarının yüksek olması nedeniyle yetiştirildiği ülkelerin ekonomisini canlandırmaktadır (Arıoğlu, 1997).

Patates (Solanum tuberosum L.) dünyanın birçok yerinde yetişebilen ve içerdiği yüksek miktardaki nişasta, protein, antioksidan ve vitamin değerinden dolayı besin açısından oldukça zengin olan yumrulu bir bitkidir (Anonim, 2008). Türkiye patates üretimi için oldukça uygun ekolojik koşullara sahip olup neredeyse ülkenin tamamında ve bazı bölgelerde yılın hemen her döneminde üretimi yapılabilmektedir (Çalışkan vd., 2010).

Dünya’nın yaklaşık %80’inde tarımı yapılan patates tahıllardan sonra en çok tüketilen kültür bitkisi olup, 2017 yılı verilerine göre dünyada 19,3 milyon hektar dikim alanına ve 388,2 milyon ton üretim miktarına sahiptir (Anonim, 2019a). Ülkemizin sahip olduğu agro-ekolojik zenginlik sayesinde 2018 yılında 135,9 bin hektar alanda patates üretimi yapılmış ve yaklaşık olarak 4,55 milyon ton patates üretimi gerçekleştirilmektedir (Anonim, 2019b). Ülkemiz patates üretiminde, Niğde ili 203 bin dekar (%14,9) dikim alanı ve yıllık 732,2 bin ton (%16,1) patates üretim ile ilk sırada yer almaktadır (Anonim, 2019b).

Küresel ısınma ve aşırı sulamaya bağlı olarak birçok patates üretim alanında tuzluluk problemi ortaya çıkmaya başlamıştır. Bu nedenle son yıllarda tuz stresinin patates üzerindeki etkilerine ve bu etkileri azaltmaya yönelik çalışmalar artış göstermiştir.

Strese toleranslı çeşitlerin geliştirilmesi, uzun vadede stresle başa çıkmada en etkili

2

çözüm yoludur. Nitekim son yıllarda tuzluluk stresine toleranslı patates çeşit ıslah programlarının başlatıldığını görmekteyiz. Belirli bir amaca yönelik olarak başlatılan bir çeşit ıslah programlarının başarısı, amaca uygun ebeveynlerin bulunması, uygun test yöntemlerinin oluşturulması ve doğru ve güvenilir seleksiyon ölçütlerinin kullanılmasına bağlıdır. Bu unsurlardan herhangi birisinin eksik olması, başarı şansını azaltmakta veya ortadan kaldırmaktadır.

Topraktaki yüksek tuz içeriği, iyon dengesinin değiştirilmesi, su durumu, mineral beslenmesi, stoma davranışı ve fotosentetik verim de dahil olmak üzere fizyolojik süreçleri etkileyerek patates büyümesini ve üretimini azaltmaktadır ( Munns, 2002).

Jaarsma vd., (2013) patatesin (Solanum tuberosum) dünya için önemli bir ürün olduğunu ve şu anda kullanılan çeşitlerin üretkenliğinin yüksek toprak tuzu seviyelerinde önemli ölçüde azaltıldığını bildirmektedirleri. Yapılan çalışmalarda genel olarak patates bitkilerinin tuz stresi altında gelişmeleri sonucunda fizyolojik ve morfolojik özellikleri incelenmiştir. Fakat tüm bitkilerde olduğu gibi patates bitkisinde de en önemli kriter verimdir. Yapılan çalışmaların birçoğunda verim gibi oldukça önemli bir özellik değerlendirilmemiştir. Bu da tuzluluğa toleranslı patates çeşitlerinin geliştirilmesini hedefleyen ıslah programlarında seleksiyon kriterlerinin belirlenmesinde yanıltıcı olabilmektedir. Bir ıslah programının doğru bir şekilde yürütülebilmesi için en önemli iki kriter doğru ebeveyn seçimi ve doğru seleksiyon kriterlerinin belirlenmesidir.

Bu sebeple patates ıslahında tuzluluğa toleranslı hatların seçilmesinde verimin ne kadar önemli olduğu her zaman göz önünde bulundurulmalıdır.

Yürütülen tez çalışmasında hem laboratuvar hem de sera ortamında denemeler gerçekleştirilerek patates çeşitlerinin tuz stresine tepkileri iki farklı ortamda incelenmiştir. Çalışmanın amacı, 25 farklı patates genotipinin laboratuvar ve sera koşullarında tuz stresine tepkisi incelemek ve tuz stresi altında genotiplerde meydana gelen morfolojik, fizyolojik ve agronomik değişiklikleri belirlemektir. Böylece tuz stresine toleranslı patates ıslah programlarında ebeveyn olarak kullanılabilecek tuz stresine toleransı yüksek patates genotiplerinin ve güvenilir seleksiyon kriterlerinin belirlenmesi amaçlanmıştır. Tezde aynı genotiplerin tuz stresine tepkilerinin hem in vitro hem de in vivo koşullarda incelenmiş olması nedeniyle, tuz stresine toleranslı patates çeşitlerinin seçimi için en uygun test ortamının da belirlenmesi hedeflenmiştir.

2 1 BÖLÜM II 2 GENEL BİLGİLER

Stres, bitkilerin yaşamları boyunca herhangi bir döneminde ortaya çıkabilecek ve onları etkileyerek değişik tepkiler vermesine neden olacak çevresel etmenlerdir. Stres bitkilerde önemli fizyolojik ve metabolik değişimlere yol açarak büyüme ve gelişmeyi olumsuz etkiler, aynı zamanda üründe nitelik ve nicelik olarak kayıplara sebep olur (Türkan, 1997). Başlıca abiyotik stres faktörleri; kuraklık, tuzluluk, radyasyon, ışık, düşük ve yüksek sıcaklıktır (Lawlor ve Cornic, 2002).

Bitkiler stresle iki şekilde mücadele ederler; birinci yöntem geliştirdikleri önleyici mekanizmalarla stres faktörlerinin bitki bünyesine alımını önler ya da azaltırlar, ikinci yöntemde ise bitki bünyesine alına çeşitli stres faktörleriyle mücadele yöntemleri geliştirerek strese karşı koyarlar (Sivritepe 1995, Söylemezoğlu vd. 2010). Stres koşullarında bitkilerde oksidatif zararlanmalar meydana gelmekte ve bitkilerin bu stres koşullarına karşı geliştirdikleri tolerans ya da stresten kaçmak için geliştirmiş oldukları mekanizmalar tür ve çeşitlere göre farklılık göstermektedir. Bu sebeple bazı bitkiler abiyotik stres koşullarından olumsuz etkilenirken bazıları da bu koşullara tolerans sağlamaktadır (Söylemezoğlu vd. 2010).

2.1 Toprakların Tuzluluk Durumu

Tuz stresi dünyada tarımsal üretimi önemli ölçüde etkileyen abiyotik streslerden biridir.

Dünya tarım topraklarının %6’lık kısmının tuz oranı yüksektir (Asraf ve Foolad, 2007).

Bu oranın önümüzdeki yıllar içinde %30’a, ilerleyen zamanlarda ise %50’ye ulaşacağı bildirilmektedir (Munns, 2002; Bonilla vd., 2004; Ahmadi vd., 2009). Ülkemiz topraklarının yaklaşık 1.5 milyon hektarlık alanı tuzluluk sorunuyla karşı karşıyadır (Ekmekçi vd.,2005). Tuzluluk problemi tüm dünyada olduğu gibi ülkemizde de önemli bir sorundur. Tuzlanma görülen toprakların gözenekleri azalarak toprağın fiziksel yapısı bozulmaktadır. Tuzlanmaya bağlı olarak toprakta oluşan düşük su potansiyelinden dolayı bitkiler besin, su ve mineral alımında güçlük yaşamakta, tuz minerallerinden kaynaklı iyon toksisitesiyle bitkilerin büyüme ve gelişimi olumsuz etkilenmektedir (Mittler, 2002). Aşırı zirai sulama ve yağışlarla kayalardaki sodyum klorür ve kalsiyum

3

klorür gibi çözülebilir tuzların serbest kalması sonucunda topraktaki tuz miktarı artmaktadır (Rengasamy, 2002). Ayrıca yağan yağışlar sonucunda yağmur sularındaki belli miktardaki NaCI de topraklara ulaşarak toprakların tuz içeriğini arttırmaktadır (Munns ve Tester, 2008).

Toprakta artan tuz miktarı nedeniyle verimde büyük kayıplar yaşanmaktadır. Patates yetiştiriciliğinde tuzluluğun 1.7 dSm^-1 ten 2.5 dSm^-1’e çıkarılmasıyla verimde %10, 3.8 dSm^-1’e çıkarılmasıyla %25, 5.9 dSm^-1’e çıkarılmasıyla %50 oranında azalma olduğu belirlenmiştir (Kotuby vd., 2000).

Tuzluluğun zararlı etkisini azaltmak, tuz birikimi nedeniyle ortaya çıkan verimlilik kaybını engellemek ve yeniden canlandırılmış topraklar elde etmek için bazı uygulamalar yapılabilmektedir. Bu uygulamaları gerçekleştirebilmek için esas olarak çok miktarda kaliteli suya, enerjiye ve dikkatli bir toprak yönetimine ihtiyaç duyulmaktadır. Topraktaki tuzluluk sorununun ortadan kaldırılmasına yönelik olarak kullanılabilecek yöntemlerin güçlüğü ve masraflı olması nedeniyle son yıllarda tuza toleranslı çeşitlerin ıslah edilmesi başvurulan diğer çözüm yöntemi olmuştur.

Tuzluluğun sorun olduğu bölgede tuzluluk yavaş seyretse de kaçınılmaz olacağından, genetik dayanıma yönelmek en kalıcı çözüm olarak görülmektedir. Bitkilerin tuzdan etkilenme durumlarının genetik olarak kontrol altında olan bir özellik olduğu bilinmektedir.

2.2 Bitkilerde Tuz Stresi

Tuzluluk stresi dünyanın pek çok ülkesinde genellikle kurak ve yarı kurak bölgelerinde yetişen kültür bitkilerinde görülmektedir. Yağış alan bölgelerde tuzlar yıkanarak yeraltı sularına karışır daha sonra akarsularla denizlere aktarılır. Bu sebeple yağışlı bölgelerin topraklarında tuzluluk problemi ile çok sık karşılaşılmaz. Yağışı az olan kurak ve yarı kurak bölgelerde tuzların yıkanması çok azdır. Evaporasyon (buharlaşma) nedeniyle su kaybının çok yaşandığı bu bölgelerde toprakta ve toprak yüzeyinde tuz birikimi olur.

Dünyanın pek çok yerinde sulama suyundaki tuzluluğa bağlı olarak topraktaki tuzluluk oranı artmaktadır, bunun sonucunda ise bitkilerin gelişim ve büyümeleri olumsuz etkilenmektedir (Singh vd., 2000). Suyun drenajının sağlanmaması veya alt katmanlara süzülümünün gerçekleşmediği durumlarda yapılan sulamalar tuzluluk oranının

4

artmasına neden olacaktır (Çakır, 2011). Toprak ve su tuzluluğu, toprağın sudan faydalanma oranını düşürmesi yanında bitki ve toprak arasındaki su pontansiyelinin dengesizleşmesine neden olur ve böylece kök çevresinde biriken tuz bitkinin su alma kapasitesini düşürür (Tanji, 1990). Bunun sonucu olarak da kökten gövdeye büyüme düzenleyiciler aracılığıyla gönderilen talimatlar sonucu gövde gelişimi de yavaşlamaktadır (Munns, 2002). Çoğu bitkide tuzluluk Na⁺ ve Cl⁺ iyonlarının artışına, Ca⁺², K⁺ ve Mg⁺² iyonlarının azalışına sebep olur (Parida ve Das, 2005; Kuşvuran vd., 2008). Ayrıca, tuzluluk stresi sonucu bozulan ozmotik dengeyi tekrar düzenlemek amacıyla bitki hücrelerinde düşük moleküler ağırlıklı şekerler ve proteinler üretilir (Ashraf ve Haris, 2004; Parvaiz ve Satyawati, 2008). Tuzluluk stresinin bir diğer etkisi de bitişik grana membranlarında yığılma, tilakoidlerde büzülme ve klorofillerde parçalanma olarak ortaya çıkan diğer etkilerdir (Ashraf ve Haris, 2004). Bu etkilerinin yanında bitki çeşidine göre farklılık göstermekle birlikte, tuz stresi klorofil sayısının azalmasına veya klorofillerin kümeleşmesine sebep olmaktadır. Sonuç olarak, yüksek tuzluluk bitkilerde net fotosentez oranını, transpirasyon oranını ve stoma iletkenliğini azaltırken, stoma direncini arttırmaktadır (Yılmaz vd., 2011). Tuzluluk stresi sonucu bitkilerde ROT (Reaktif Oksijen Türleri) üretimi ve susuzluk tepkileri de ortaya çıkmaktadır. Bu bağlamda bitki hücrelerinde süperoksit (O₂^-), hidrojen peroksit (H₂O₂), hidroksil radikalleri (OH·) ve tekil oksijen (¹O₂) üretimi gerçekleşmektedir (Parida, 2005). Tuzluluk sonucu üretimi artan bir diğer metabolit de malondialdehit (MDA)dir.

MDA tuz stresine duyarlı çeşitlerde daha fazla üretilmekle birlikte doku ve iyon sızıntısına da sebep olmaktadır (Koyro,2006). Tuz stresi altında bitki hücrelerinde ilk hasarı hücre zarı alır ve stres sonrası, çeşitlere göre değişiklik göstermekle birlikte, hücre zarı geçirgenliği artar (Mansour, 2004). Tüm bu etkilerin ışığında tuzluluk stresi bitki gelişimini yavaşlatırken verim düşüklüğüne de sebep olmaktadır.

Tuza dayanıklılık yönünden bitkiler iki grupta incelenir; halofitler (tuzu seven) topraktaki tuzluluğa toleranslı olup yaşamlarını bu ortamda sürdürebilen bitkilerdir, glikofitler (tuzu sevmeyen) ise tuz stresine karşı toleransı düşük olan bitkilerdir.

Glikofit bitkilerin topraktaki tuz konsatrasyonu eşiği geçildiğinde büyümede gerileme, yaprakta solgunluk ve bitki kuru ağırlıklarında azalma oluşmaktadır. Mısır, soğan ve fasulye gibi bitkiler tuzluluğa yüksek oranda hassas; asma, pamuk, arpa orta dereceli;

şeker pancarı ise tuza oldukça yüksek oranda tolerans göstermektedir. Bitkilerde tuz stresi iki sebeple ortaya çıkmaktadır. Kök bölgesinde çözünmüş tuzların birikmesi

5

sonucunda, bitki su almakta güçlük çeker ve bazı iyonların artışına bağlı olarak toksik etki gösterir. Aşırı tuz stresine maruz kalan bitkilerde bodurluk oluşurken kök büyümesinde gerileme gözlenmektedir. Bitkinin toprak üstü aksamlarının gelişimi yavaşlamaktadır. Hücrelerde gerçekleşen ölümler sonucunda köklerde, yaprak kenarlarında, büyüme uçlarında sarı lekeler oluşmaktadır (Çakır, 2011). Bitkilerin tuzluluğa karşı gösterdikleri tolerans iki şekilde olmaktadır. Birinci gruptaki bitkiler, tuzluluğa neden olan iyonları dışarıda tutarak, ikinci gruptaki bitkiler ise tuzu bünyelerine alarak tolerans sağlamaktadırlar. Tuz alımını engelleyen bitkiler tuzluluğa karşı adaptasyon gösterebilmek için bünyelerinde su noksanlığını giderici mekanizmalara ihtiyaç duyarlar. Tuz alımını gerçekleştirerek adaptasyon gösteren bitkiler ise dokuların yüksek oranda sodyum (Na) ve klora (CI) dayanıklı olmaları ya da dokularında biriken yüksek tuz konsantrasyonlarının bir şekilde giderilmesi gerekmektedir (Marschner 1995; Glenn vd., 1999; Güneş ve Alpaslan 2000).

Glikofit bitkiler tuzu bünyelerine alma kapasiteleri farklılık göstermektedir.

Glikofitlerin tuz alımı oldukça azdır. Tuza dayanıklı bitkilerde Na⁺ ve CI⁺ iyonlarının yaşlı yapraklardan genç yapraklara geçişi engellenmektedir. Bu bitkilerin yaşlı yapraklarındaki Na konsatrasyonu daha yüksektir. Tuzu bünyelerine almayı reddederek tolerans sağlamaya çalışan bitkilerde organik bileşiklerin (şekerler, aminoasitler) sentezinin artması ve K, Ca, NO₃ alımının arttırılması ile osmotik basınç arttırılmış ve bunun sonucunda tuza dayanıklılık sağlanmıştır. Ayrıca, bitkilerin enerji ihtiyacı çok azalmaktadır (Marschner 1995; Güneş vd., 2003).

Tuz stresi, bitkilerin besin maddesi alımlarının zorlaşmasına, bitkilerde bazı organik bileşiklerin birikimine, membran stabilitesinin bozulmasına, fotosentez hızının azalmasına, toksik maddelerin birikmesine yol açarak bitkinin ürün ve kalitesini olumsuz etkileyen birçok soruna neden olmaktadır (Shannon ve Grieve,1999). Strese maruz kalmış bitkilerde yapraklardaki toplam klorofil miktarı azalmaktadır ve bunun sonucunda membran geçirgenliği olumsuz etkilenmektedir (Ashraf ve Bhatti, 2000).

Tuz stresine maruz kalan bitkilerdeki fotosentez etkinliğinde meydana gelen düşüş stomaların kapanmasına, protein konsantrasyonunun azalmasına (Sibole vd., 1998), pigmentlerin miktarının azalmasına (Sultana vd., 1999) ve iyon konsantrasyonlarındaki değişimlere (Khan ve Ungar, 1997) sebep olmaktadır.

6

Artan tuzlulukla birlikte bitki gelişiminin ve veriminin azaldığı bilinen bir gerçektir.

Ancak farklı tuzluluk yönetim şekilleriyle birlikte tuzluluğun olumsuz etkileri hafifletilebilmekte, hatta meyve kalitesi artırılabilmekte ve böylelikle tuzluluk nedeniyle oluşan verim kayıpları kısmen de olsa engellenebilmektedir. (Ünlükara vd.,2006). Tuz stresi sonucunda bitkilerin verdiği ilk tepki ozmotik tepkidir. Böylece bitki yapraklarındaki kuru madde miktarını arttırırken büyümesini de yavaşlatır. Daha sonraki cevap iyonik cevaptır. Bu aşamada da yaşlı yapraklardaki tuz birikimi oldukça fazladır ve bu sebeple ölen yaprak sayısı artmaktadır. Bir yandan da bitki gelişimi yavaşladığı için fotosentez oranı bitki için yetersiz hale gelmektedir. Hücrelerde tuz birikimini azaltmak için de Na⁺ iyonu tekrar dışarı pompalanır ya da vaküllerde depolanır (Munns ve Tester, 2008).

2.3 Biyokimyasal Cevap Mekanizmaları

2.3.1 Malondialdehit

Lipid peroksidasyonunun son ürünü olan malondialdehit (MDA) seviyesi yapraklarda oluşmaktadır. Stresin sonucunda hücre membranlarında oluşan lipit peroksidasyon ürünü içeriğindeki artış oksidatif hasarın göstergesi olarak belirtilmiştir (Battal vd., 2008). Hücre zarındaki tahribat sonucu son ürün olarak MDA ortaya çıkmaktadır (Kuşvuran vd., 2007).

S. stoloniferum ve S. bulbosum yabani patates türlerinde yapılan çalışmaya göre uygulanan NaCl konsantrasyonu arttıkça (0, 40, 80 ve 120 mM) bitki gövdesinde toplanan MDA oranın da arttığı belirlenmiştir (Daneshmand vd., 2010). Zhang vd.

(2005) gerçekleştirdiği çalışmada ise 60 mmol’a kadar NaCl uygulanan in vitro bitkiciklerin mini yumrularında anlamlı bir MDA artışı gözlenmiştir.

2.3.3 Prolin

Prolin bitki yapraklarındaki glutaminden sentezlenir (Mahajan ve Tuteja, 2005). Hücre içi yapıların korunması ile serbest radikallerin uzaklaştırılmasında rol oynayan ozmotik koruyucudur (Mani vd., 2002). Bu ozmolit stres koşularında makromoleküllerle hidrojen bağları oluşturarak, proteinin 3-boyutlu yapısına ciddi hasarlar veren

7

intramoleküler hidrojen bağlarının oluşumunu engeller (Shen vd,., 1997). Prolin tuz stresi altında yüksek miktarda üretilerek pH’ı dengelemeye çalıştığı (Venekamp, 1989), enzim koruyucusu ve makro moleküller ile organellerin yapısında denge kurduğu (Gadallah, 1999) belirtilmiştir. Prolin sitoplazma ve vakuolda osmotik düzenleyici olarak görev almaktadır (Delauney ve Verma, 1993). Prolinin tuza toleransın bir göstergesi olarak çalıştığı belirtilmiştir (Lin ve Kao 1996; Lutts vd., 1996).

Tuz stresi altında in vitro yetiştirilen mikro yumrularda prolin içeriğinin 4 kata kadar arttığı gözlenmiştir (Zhang vd., 2005). Ayrıca 6 farklı patates çeşidine uygulanan tuz stresi (60 mM) sonucunda yaprak ve gövdede prolin artışı ortaya çıkmıştır (Jaarsma, 2013).

2.3.4 Reaktif oksijen türleri

Tuz stresi hücresel dehidrasyona yol açmakta ve iç dengeyi bozmaktadır. Tuz stresine maruz kalan bitkilerde potasyum (K⁺) ve sodyum (Na⁺) iyon dengesinin sağlanması oldukça önemlidir ve bunun sonucunda iyon taşınımının düzenlenmesi sağlanmaktadır (Büyük vd.,2012). Tuz stresi ile gelen Na⁺ iyonu kök hücreleri tarafından K⁺ iyonunun alınımını engeller. Na⁺ iyonunun hücrede fazla birikmesi sonucu toksik etki oluşur.

Bitkiler büyüme ve gelişmedeki yavaşlamayı ve hücre ölümlerini engellemek için Na⁺ iyonunu uzaklaştırmalıdır (Hasegawa vd.,2000; Wang vd.,2003).

Reaktif oksijen türevleri (ROT) bitkilerde kloroplastlardaki fotosentez olaylarında, mitokondrilerdeki sitrik asit döngüsünde NADPH oksidaz, hücre duvarı peroksidazları ve amino oksidazlar gibi enzimlerin etkisi ile meydana gelen serbest radikallerdir (Van Breusegem vd., 2006; Van Camp vd.,1998). Radikal olmayan atom veya molekülden bir elektronun ayrılmasıyla ya da eklenmesiyle meydana gelirler ve organizmada indirgeyici veya yükseltgeyici olarak rol alırlar (Flora,2007; Halliwel vd., 1998).

Hücrelerde bilinen başlıca ROT’lar: tekli oksijen (¹O2), süperoksit anyonu (O2-

), hidrojen peroksit (H2O2) ve hidroksil radikali (OH·) olup normal koşullarda hücredeki düzeyleri sürekli denge halindedir (Halliwel vd., 1998). ROT oluşumu oksidatif stres sırasında hücrelerin bazı organellerinde hasara ve ölümlere neden olmaktadır. Hidrojen peroksitin (H2O2) oksitleyici bir yapısının olmasının nedeni demir, bakır gibi metal iyonları ile tepkimeye girerek OH· radikalinin oluşmasına olanak sağlamasıdır.

8

Hidrojen peroksit protein ve grubundaki demir ile tepkimeye girerek yüksek oksidasyon düzeyindeki reaktif demir formlarını oluşturur. Bu demir formları güçlü oksitleyici özelliklere sahip olur ve hücre zarlarında lipid peroksidasyonu gibi tepkimelerin başlamasını sağlarlar (Mano, 2002). ROT hücre içi redoks sinyalinde ve antioksidan direnç mekanizmalarının aktivasyonunda önemli görev almaktadır. Fakat kloroplast ve mitokondri gibi organellere zarar vermektedir. Membranlarda peroksidasyona yol açmaktadır. Reaktif oksijen türleri tuz stresi altında nükleik asitlere, lipitlere ve proteinlere zarar verir (Mittler, 2002).

Jaarsma (2013) tarafından Russet Burbank, Desiree, Mondial, Bintje, Mona Lisa ve Mozart çeşitlerinde yapılan çalışmaya göre kökte ve gövdede H2O2 artışı tuz konsantrasyonuyla ilişkili bir şekilde (60 ve 180 mM) artmıştır. Diğer yandan yapraklarda H2O2 konsantrasyonunda anlamlı bir fark gözlenmemiştir. Ayrıca en fazla H2O2 birikimi gösteren bitkilerin gelişimi diğerlerine göre zayıf kalmıştır (Jaarsma, 2013). Desiree çeşidi ile yapılan bir başka çalışmada ise tuz stresine maruz kalan bitkilerin antioksidan sistemleri, SOD, CAT ve APX aktiviteleri, incelenmiş ve sistemdeki değişikliğin tuz stresiyle birlikte artan H₂O₂ konsantrasyonuyla ilişkili olduğu ifade edilmiştir (Fidalgo, 2004).

2.4 Patateste Tuz Stresi

Patateste tuz stresine bağlı olarak bir takım fizyolojik tepkiler ve cevaplar oluşur. Stres ile birlikte yapraktaki nem oranı ve bitkinin ozmotik potansiyeli azalır fakat pozitif turgor basıncı gözlemlenir. Bu şekilde bitki stres koşullarına ozmotik olarak uyum sağlamaya çalışır. Tuz stresinde özellikle klorit ve prolin miktarı artarken kuraklıkta ise hücre duvarı elastisitesi ve hücre büyüklüğü farklılaşmaktadır(Heuer ve Nadler,1998).

Tuzluluk patateste en çok yumru oluşumu ve gelişimi sırasında etkisini göstermektedir.

Özellikle yumru oluşumu başlangıcı ve yumru gelişimi üzerinde olumsuz bir etkisi olduğu da yapılan çalışmalarca ispatlanmıştır (Ödemiş ve Çalışkan, 2014). Tuzluluk stresine maruz kalan patateslerde gövde uzamasında azalma, yapraklarda yanma, kısıtlı su alımı, yumru yüzeyinde kahverengileşme ve son olarak bitki ölümü gerçekleşmektedir (Addicott vd., 1983; Jensen vd., 1996;).

Yapılan çalışmalar patates bitkisinde tuzluluk stresi altında kloroplast sayısında azalma olduğunu göstermiştir (Parida ve Das, 2005). Kharis vd. (1998) yürüttüğü çalışmada

9

patates bitkisine 0, 40, 80, 120 mM NaCl konsantrasyonlarında tuz stresi uygulanmıştır.

Bu çalışma sonucunda bitkinin kök, gövde uzunluğu ve kuru, yaş ağırlığı değerlendirilerek Amisk, BelRus, Bintje, Onaway, Sierra, ve Tobique tuzluluğa toleransı en yüksek çeşitler olarak tespit edilmiştir. Bir diğer çalışmada ise yabani patates türlerinin tuzluluğa tolerans seviyeleri incelenmiş ve S. acaule tuzluluğa toleransı en yüksek aday olarak belirlenmiştir (Daneshmand vd., 2010). Morpuro vd.

(1991) in vitro çalışmalar için sıvı ortam tercih etmiş ve 154 mM NaCl konsantrasyonunu stres koşulu olarak seçmişlerdir. Bu çalışmada in vitro ve arazi deneyleri büyük oranda benzerlik göstermiştir. Bir başka yapılan çalışmada ise tuz stresine toleranslı patates çeşitlerinin prolin biriktirme yeteneklerinin duyarlı olanlara göre daha düşük olduğu saptanmıştır (Levy, 1986).

Faramarzi’in (2011) yapmış olduğu çalışmada dört farklı tuz (0,20,40,60 mM NaCI) seviyesinin Savalan patates çeşidinin mini yumrularının ağırlık ve sayıları üzerindeki etkisi araştırılmış ve tuzluluk stresine stres tolerans indeksleri hesaplanmıştır. Düşük, orta ve şiddetli seviyelerde tuzluluk oranı, mini-yumruların sayısını sırasıyla yüzde 25, 38 ve 50'ye kadar düşürdüğü görülmüştür. Tuzluluk aynı zamanda mini yumruların bitki başına ağırlığını da azaltır.

Homayoun vd. (2011)’ın çalışmasında sera koşullarında farklı tuzluluk konsantrasyonlarının (0, 50, 100 ve 150) mg / 1 NaCl'nin tuzluluk derecesine olan tepkimelerini değerlendirmek için Agria ve Marfona çeşitlerinde etkisi araştırılmıştır.

Agria çeşidindeki tuzluluk stresi, mini yumruların sayısı üzerinde uyarıcı bir etkiye sahiptir, ancak tuzluluk stresinin artmasıyla mini yumruların çapı ve tomurcukların sayısı azalmıştır. Agria çeşidinin Marfona çeşidine göre tuzluluk stresine daha hassas olduğu saptanmıştır.( Homayoun vd., 2011).

Rahman vd. (2008), üç patates çeşidinde (Atlanta, Shepody ve Shilbilaty) tuzluluk (NaCI) stresinin etkileri in vitro koşullarda değerlendirilmiş ve tek boğum eksplantları kullanılarak beş NaCI seviyesinin (0, 25, 50, 75 ve 100 mM) etkileri araştırmışlardır.

Çalışma sonucunda, tuzluluk stresinin MS ortamında artan NaCl konsantrasyonu ile bitki büyümesini ve kök gelişimini kademeli olarak azalttığını ancak tüm çeşitlerin yüksek NaCl (100 mM) seviyesinde de hayatta kaldığını saptamışlardır. Shilbilaty'nin sürgün uzunluğunda daha iyi performans gösterdiğini ve sürgün yaş ağırlıklarının

10

Shepody ve Atlanta'dan daha iyi olduğunu tespit etmişlerdir. Buna karşın Atlanta çeşidinin kök gelişimi açısından farklı NaCl ortamlarında Shepody ve Shilbilaty'den daha iyi performans gösterdiğini fakat en yüksek tuzluluk seviyesinin test edilen tüm çeşitlerde kök gelişimini büyük ölçüde engellediğini bildirmişlerdir. Kontrol ve 25 mM NaCl içeren MS ortamında, in vitro patates bitkilerinin büyüme özelliklerinin etkilenmediğini belirtmişlerdir (Rahman vd., 2008 ).

Çeşitli kültürel koşullar altında yeni geliştirilmiş patates çeşitlerinin tuz toleransını değerlendirmek için testler yapılması gerektiğini bildiren Elkhatib vd. (2004), bu amaçla sulama suyu tuzluluğunun dört patates (Solanum tuberosum L.) çeşidinin (Spunta, Alpha, Cara ve King Edward) yumru verimi üzerine etkisini incelemişlerdir.

Lizimetre kullanılarak yapılan iki denemede, tatlı suya NaCl ilave edilerek oluşturulan dört tuzluluk seviyesi (ECw 0.53 (kontrol), 3.13, 6.25 ve 9.38dSm 1) kullanılmıştır.

Sulama suyu tuzluluk oranının arttırılması, her iki denemede de tüm çeşitler için toplam ve ortalama yumru verimini düşürmüştür. Cara çeşidi, her iki mevsimde de çeşitler içerisinde en yüksek yumru verimini vermiştir. Her deneme sonucunda patates çeşitlerinin tuz tolerans derecelerinin Cara> Alpha> Spunta> King Edward şeklinde olduğunu bildirmişlerdir (Elkhatib vd.,2004).

Jaarsma vd. (2013)’nın yaptığı çalışmada altı patates çeşidinin cevabını kökte artan NaCl konsantrasyonlarına göre karşılaştırmışlardır. Tuzda büyüme düşüşü, 180 mM NaCl'de Mozart ve Mona Lisa çeşitlerinde şiddetli yaşlanma yanıtında en güçlü olduğu ve Mozart zorlukla hayatta kalmıştır. Desiree ve Russett Burbank çeşitleri, tuz işleminden sonra yaşlanmadığını gösterme konusunda daha toleranslı olduğu belirtilmiştir. Hassas ve toleranslı çeşitler arasında Na⁺ homeostazında belirgin bir fark gözlemişlerdir. Mozart, toleranslı çeşitlere kıyasla kök dokusunda daha fazla H₂O₂ ve daha az prolin biriktirdiğini saptamışlardır.

Tuzluluğun iki patates (Solanum tuberosum L.) çeşidi (N-Y LARA ve 720-110 NARC) üzerindeki zararlı etkilerini değerlendirmek için yapılan çalışmada 30 günlük yumru oluşumundan sonraki dönemde uygulanan farklı tuzluluk seviyelerinin (kontrol, 2.5, 5.0, 7.5, 10.0 ve 12.5 dS m-1) etkileri incelenmiştir (Faried vd. 2017). Çalışma sonucunda her iki çeşidin de tuz stresinden önemli (p≤0.05) ölçüde etkilendiği, ancak, N-Y LARA çeşidinin 720-110 NARC'den daha az etkilendiği tespit edilmiştir. Tuzluluk

11

stresinde potasyum (K +) içeriği, protein içeriği, su ilişkileri ve gaz değişimi özelliklerinin büyük ölçüde azaldığı belirlenmiştir. Bununla birlikte, sodyum (Na⁺) içeriği, Na⁺: K⁺ oranı, yaprak elektrolit sızıntısı, prolin içeriği, melondialdehit (MDA) içeriği ve süperoksit dismutaz (SOD), katalaz (CAT) ve peroksidaz (POD) gibi antioksidan enzimlerinin aktivitelerinin artan tuzlulukla arttığı saptanmıştır. Çalışma sonucunda test edilen çeşitlerin incelenen tüm özellikler açısından tuz stresine tepkilerinin farklılık göstermesi nedeniyle patateste tuz stresine toleransın çeşitlere bağlı olduğu sonucuna varılmıştır (Faried vd., 2016).

in vitro denemelerde tuz stresinin patates verimi üzerine etkisi oldukça sınırlıdır (Zhang vd., 2005; Li vd., 2018). Arazi ve sera çalışmalarında ise bitkinin maruz kaldığı uygulamalar dışında beklenmeyen birçok farklı etmenin de bitki gelişimine ve yumru verimine etkisi olabilmektedir (Li vd., 2018). Fakat gerçek hayata en uygun veri yine bu çalışmalar sonucunda elde edilmektedir.

12 3 BÖLÜM III

MATERYAL VE METOT

Bu çalışma 2017 ve 2018 yıllarında Niğde Ömer Halisdemir Üniversitesi Tarım Bilimleri ve Teknolojileri Fakültesi Tarımsal Genetik Mühendisliği Bölümü laboratuvarları ve araştırma seralarında yürütülmüştür. Çalışmada farklı patates genotiplerinin tuz stresine tepkilerinin belirlenmesi, tuz tresine toleranslı patates ıslah programlarında kullanılabilecek seleksiyon kriterlerinin belirlenmesi ve patates genotiplerinin tespitinde farklı yetiştirme ortamlarının etkinliğinin karşılaştırılması amaçlanmıştır.

3.1 Materyal

Tez çalışmasında bitki materyali olarak; Uluslararası Patates Merkezi’nden (CIP) temin edilen tuzluluğa tolerans düzeyleri farklı 11 patates genotipi, Doğa ARGE Merkezi A.Ş.

ıslah programından alınan 8 ıslah hattı, Tarımsal Genetik Mühendisliği Bölümü patates ıslah programından seçilen 1 ıslah hattı ve ülkemizde tarımı yapılan beş standart çeşit olmak üzere toplam 25 patates genotipi kullanılmıştır. Çalışmada kullanılan patates genotiplerin listesi Çizelge 3.1’de verilmiştir.

13

Çizelge 3.1. Tez çalışmada kullanılan patates genotipleri

No Genotip Orijin No Genotip Orijin

1 CIP302499.30 Peru 14 DT11088.1 Türkiye 2 CIP304383.41 Peru 15 DT11094.1 Türkiye 3 CIP304406.31 Peru 16 DT12007.51 Türkiye 4 CIP380496.6 Peru 17 DT12032.49 Türkiye 5 CIP389746.2 Peru 18 DT12062.42 Türkiye 6 CIP392032.2 Peru 19 DT12064.01 Türkiye 7 CIP396273.48 Peru 20 MEÇ0601.02 Türkiye

8 CIP397030.31 Peru 21 Agria Almanya

9 CIP397100.9 Peru 22 Desiree Hollanda 10 CIP398208.219 Peru 23 Hermes Avusturya

11 CIP800258 Peru 24 Marabel Almanya

12 DT11017.1 Türkiye 25 Sante Hollanda

13 DT11078.1 Türkiye

3.2 Metot

Denemeye alınan patates genotiplerinin tuz stresine tepkilerinin belirlenmesi amacıyla laboratuvar (in vitro) ve sera (in vivo) koşulları olmak üzere iki ayrı yetiştirme ortamında iki ayrı deneme yürütülmüştür. Her iki denemede de doku kültürü ortamında boğum kültürü ile çoğaltılan in vitro bitkiler kullanılmıştır.

Çalışmada kullanılan patates genotiplerinden yeterli sayıda bitki elde edebilmek için önce genotiplerin in vitro koşullarda boğum kültürü ile çoğaltımı yapılmıştır. Bu amaçla halen Bölümümüz Doku Kültürü Laboratuvarında kullanılmakta olan ve bileşimi aşağıda Çizelge 3.2’de verilen standart MS0 besi ortamı kullanılmıştır.

14

Çizelge 3.2. Tez çalışmasında kullanılan MS0 besi ortamı içeriği Mikro

Elementler

Miktar (mg/l)

Makro Elementler

Miktar (mg/l)

Diğer içerikler

Miktar (g/l)

CoCl₂.6H₂O 0.025 CaCl₂ 332.02 Sükroz 30.00

CuSO4.5H2O 0.025 KH2PO4 170.00 Agar 8.00

FeNaEDTA 36.70 KNO3 1900.00

H₃BO₃ 6.20 MgSO₄ 180.54

KI 0.83 NH₄NO₃ 1650.00

MnSO4.H2O 16.90 Na2MoO4.2H2O 0.25 ZnSO4.7H2O 8.60

Çoğaltım amacıyla büyütme odasında bulunan in vitro bitkiler, tek boğum olacak şekilde kesilip içerisinde 40 mL besi ortamı bulunan kavanozlara, her bir kavanoza 20’şer adet tek boğumlu eksplantlar olacak şekilde konulmuştur ve uzun gün koşullarında (16/8 saat (gün/gece) 24^oC sıcaklıkta 4 hafta boyunca büyütülmüştür. Dört hafta sonunda 4-5 boğum büyüklüğüne gelen bitkiler tekrar alt kültüre alınmıştır. Alt kültüre alma işlemi her bir genotipten toplamda yaklaşık 400 adet bitki elde edilene kadar devam edilmiştir.

3.2.1 Patates genotiplerinin tuz stresine tepkisinin laboratuvar (in vitro) koşullarında karşılaştırılması

Çalışmada kontrol (0 mM NaCl) ve stres (120 mM NaCI) (Aghaei vd., 2008) grubu olmak üzere iki farklı MS0 ortamı kullanılmıştır. Hazırlanan ortamlar kültür kaplarına konulmuştur ve her kaba 10 adet tek boğumlu bitkiler yerleştirilmiştir. Deneme tesadüf parsellerinde faktöriyel deneme desenine göre 5 tekerrürlü olarak kurulmuş, her tekerrür bir kültür kabından oluşmuştur. Kültür kapları daha sonra 16/8 saat (gün/gece) fotoperiyot ve 24/18 ^oC (gün/gece) termoperiyot altında 7 hafta boyunca yetiştirilmiştir.

Yedi hafta sonunda bitkiler kültür kaplarından alınarak kök uzunluğu, sap uzunluğu, boğum sayısı, kök ve sap yaş ağırlıkları ölçülmüştür.

15

Bitki Kök Uzunluğu: Her bir kültür kabında bulunan bitkilerin kökleri ortam seviyesinden kesilip distile su ile temizlenerek uzunlukları kumpas yardımıyla mm cinsinden ölçülmüştür.

Bitki Sap Uzunluğu: Her bir kültür kabında bulunan bitkiciklerin, agar üzerinden sapın en uç noktasına kadar olan uzunlukları kumpas yardımıyla mm cinsinden ölçülmüştür.

Bitki Sap-Kök Yaş Ağırlığı: Her bir kültür kabında bulunan bitkilerin sap ve kökleri kesilip distile su ile temizlenip bitkiler üzerindeki kalan sular uzaklaştırıldıktan sonra hassas terazi ile ağırlıkları tartılmıştır.

Bitki başına boğum sayısı: Her bir kültür kabındaki tüm bitkilerin besi ortamı üzerinden uç noktasına kadar olan boğum sayıları sayılmış ve ortalamaları alınmıştır.

3.2.2 Patates genotiplerinin tuz stresine tepkisinin sera (in vivo) koşullarında karşılaştırılması

Bu deneme, Tarımsal Genetik Mühendisliği Bölümü Araştırma ve Uygulama Serasında yürütülmüştür. Denemede tüm genotiplere ait daha önce in vitro ortamda çoğaltılan 5-6 boğumlu bitkiler kullanılmıştır. Bitkiler, torf:perlit (2:1) karışımı ile doldurulan 26 cm çaplı (12 L) saksılara, her saksıda 1 bitki olacak şekilde dikilmiştir. Deneme tesadüf parsellerinde faktöriyel deneme desenine göre 5 tekerrürlü olarak kurulmuş olup, her tekerrür bir saksıdan oluşmuştur. Denemelerde bitkilerin besin elementi ihtiyacını karşılamak amacıyla Hoagland çözeltisi (Çizelge 3.3-3.4-3.5) hazırlanmış, dikimden itibaren dört hafta süreyle bitkilerin su ihtiyacı günlük olarak kontrol edilerek her saksı 1000 ml Hoagland çözeltisi ile sulanmıştır. Doku kültüründe büyütülüp sera koşullarına aktarılan bitkilerin adaptasyon süresi dört hafta sürmüştür. Dört hafta sonunda bitkiler adapte sürecini tamamlamış ve tuz stresi uygulaması başlatılmış olup, toprak nem sensörleri ile saksılardaki toprakların nem içerikleri izlenerek kontrol bitkileri çeşme suyu(1000 ml) ile, stres grubundaki bitkiler ise 120mM NaCI içeren çeşme suyu(1000 ml) ile düzenli olarak sulanmıştır. Stres uygulaması yetişme döneminin sonuna kadar devam etmiştir. Yetişme dönemi boyunca tuzluluk uygulaması dışında herhangi farklı bir uygulama yapılmamış, standart yetiştirme teknikleri uygulanmıştır. Olgunlaşma dönemine gelen genotipler hasat edilmiştir. Yetişme dönemi içerisinde ve hasat sonrasında bitkilerde aşağıdaki ölçümler yapılmıştır. Bitkiler hasat edildikten sonra saksı içinde torf-perlit karışımında biriken tuz miktarına bakılmıştır. Bu amaçla saksılardaki torf-perlit karışımı su doygunluğuna gelinceye kadar sulanmış daha sonra

16

alt kısmında biriken su EC metre ile ölçülmüştür. Kontrol koşullarındaki ölçümü yapılan suyun değeri 3,05 dSm^-1 _, tuzlu koşullarda ise bu değer 33,1 dSm^-1 olarak belirlenmiştir.

Çizelge 3.3. 1X Hoagland besin çözeltisi içeriği

Elementler Miktar

1 M NH4NO3 (Amonyum nitrat) 5 ml/L

1 M KNO3 (Potasyum Nitrat) 5 ml/L

1 M KH₂PO₄ (MKP- Mono potasyum fosfat) 1 ml/L 1 M CaCI₂.2H₂O (Kalsiyum Klorür) 4 ml/L 1 M MgSO₄.7H₂O (Magnezyum Sülfat) 2 ml/L

Solüsyon III 1 ml/L

Fe-EDTA 0.2 ml/L

pH 5.5

Çizelge 3.4. Hoagland besin çözeltisinin hazırlanmasında kullanılan Solüsyon III içeriği

Mikroelementler Miktar (g/L)

HBO3 (Borik Asit) 2.86

MnSO4.H2O (Mangan Sülfat ) 1.54 ZnSO4.7H2O (Çinko Sülfat) 0.23 CuSO4.5H2O (Bakır Sülfat) 0.09 MoNaO4.2H2O (Sodyum Molibdat) 0.025

Çizelge 3.5. Hoagland besin çözeltisinin hazırlanmasında kullanılan Fe-EDTA içeriği

İçerik Miktar (g/L)

Na₂EDTA.2H₂O (Sodyum Etilendiamin Tetraasetik Asit) 37.3

FeCI.6H₂O (Demir Klorür) 26.74

Bitkilerin yetişme döneminde ve hasat sonrasında aşağıdaki ölçüm ve analizler yapılmıştır:

17

Klorofil indeksi (SPAD): Tuz stresi uygulamasına başlandığı günden itibaren olgunlaşma dönemi sonuna kadar her hafta bitkilerin tam büyüklüğe ulaşmış en genç yaprağında (üstten 4-5. yaprak) klorofilmetre (Konica Minolta SPAD 502) yardımıyla kloforil indeksi değeri ölçülmüştür.

Fotosentez hızı ve stoma iletkenliği: Tuz stresi uygulamasına başlandığı günden itibaren olgunlaşma dönemi sonuna kadar iki hafta aralıkla bitkilerin tam büyüklüğe ulaşmış en genç yaprağında (üstten 4-5. yaprak) fotosentez hızı ve stoma iletkenliği değerleri taşınabilir fotosentez sistemi (LI-6400 XT, LICOR, USA) yardımıyla ölçülmüştür.

Bitki boyu: Sera koşullarında bitkiler saksılara aktarıldıktan 1 ay sonra tuz stresi uygulanmasına başlanmadan önce her saksının bitki boyları şerit metre ile ölçülmüştür.

Stres uygulamasına başladıktan sonra bitkilerin çiçeklenme döneminde bitki boyu uzunlukları alınmıştır.

Kök uzunluğu: Sera koşullarındaki hasat dönemine erişen bitkilerin ayrı ayrı kök uzunlukları metre ile ölçülmüştür.

Kök kuru ağırlığı: Sera koşullarında hasat dönemine erişen bitkilerin kökleri 70 ’de iki gün etüvde kurutulmuş ve ardından ağırlıkları hassas terazi yardımıyla ölçülmüştür.

Bitki başına yumru sayısı: Her saksıdan elde edilen yumruların sayısı bitki sayısına bölünerek bitki başına yumru sayısı olarak değerlendirilmiştir.

Bitki başına yumru verimi: Her saksıdan elde edilen toplam yumru ağırlığı tartılıp bitki sayısına bölünerek bitki başına yumru verimi olarak değerlendirilmiştir.

Prolin İçeriği: Tuz stresi uygulamasının başlamasından dört hafta sonra tüm bitkilerden yaprak örneği alınarak prolin içerikleri belirlenmiştir (Danesmand, 2010). Bu amaçla her bir bitkinin tam büyüklüğe ulaşmış en genç yaprağından (üstten 4-5. yaprak) örnekler alınarak -80 C’lik derin doruncuda muhafaza edilmiştir. Yaklaşık 150-200 mg yaprak örneği 2 ml %3’lük (w/v) sülfosalisik asit içerisinde homojenize edilip vorteksle karıştırılmıştır. Havan içerisinde kalan doku parçalarını toplamak için havana 2 ml daha

%3’lük sülfosalisilik asit ekleyerek 15 ml santrifüj tüpüne aktarılmıştır, tüp içerisinde toplam 4 ml örnek olmuştur. Homojenize edilen örnekler 4^oC’de 10.000 rpm güçte 20 dk boyunca santrifüj edilmiştir. Üst fazdan 3 ml örnek alınarak 3 ml ninhidridin çözeltisi (1.25 g ninhidridin, 30 ml glacial asetik asit, 20 ml 6 M orto-fosforik asit) ile karıştırılmıştır. Karışım 3-4 defa ters düz edilmiştir. Karışım 90 ^oC’de 1 saat inkübe edildikten sonra buza alınmıştır. Karışıma 6 ml tolün eklenerek vorteksle 15 sn karıştırılmıştır. Karışım oda sıcaklığında karanlıkta 1 saat inkübe edilmiştir. Pembe haline gelen üst fazdan 1 ml alınıp üzerine 2 ml tolün eklenmiştir. Daha sonra tolün fazı

18

kör olarak kullanılarak ölçüm UV-spektrofotometrede 520 nm dalga boyunda ölçülmüştür.

Malondialdehit (MDA) İçeriği: Tuz stresi uygulamasının başlamasından dört hafta sonra tüm bitkilerden yaprak örneği alınarak MDA içerikleri belirlenmiştir (Danesmand, 2010). Bu amaçla her bir bitkinin tam büyüklüğe ulaşmış en genç yaprağından (üstten 4-5. yaprak) örnekler alınarak -80 C’lik derin dondurucuda muhafaza edilmiştir. 150-200 mg yaprak örneği %0.1’lik 2 ml TCA solüsyonu içinde parçalayarak ependorf tüplere koyulmuş ve 5-10sn vorteks ile karıştırılmıştır. Ardından 20 dakika 10.000 rpm’de santrifüj edilmiştir. Elde edilen üst fazdan 1,5 ml alınarak, üzerine %0.5’lik TBA içeren %20’lik TCA çözeltisinden 1,5 ml eklenmiştir. Karışım kaynayan suda 30 dakika inkübe edildikten sonra 10 dk buz içerisinde bekletilmiştir.

Daha sonra örnekler 10000 g’de 5 dk boyunca santrifüj edilmiştir. Üst faz 532 ve 600 nm dalga boyunda UV spektrofotometre yardımıyla okunmuştur. MDA miktarı aşağıda verilen formül ile hesaplanmıştır.

MDA (μmol/g FW) = [(A532−A600)/155]×103 ×Seyreltme faktörü

Hidrojen Peroksit (H2O2) İçeriği: Tuz stresi uygulamasının başlamasından dört hafta sonra tüm bitkilerden yaprak örneği alınarak H₂O₂ içerikleri belirlenmiştir (Danesmand, 2010). Bu amaçla her bir bitkinin tam büyüklüğe ulaşmış en genç yaprağından (üstten 4-5. yaprak) örnekler alınarak -80 C’lik derin dondurucuda muhafaza edilmiştir. Hidrojen peroksit (H₂O₂) miktarının belirlenmesi için 150-200 gram yaprak alınarak 2 ml %0,1 TCA içinde homojenize edildikten sonra karışım 5-6 sn vorteks yapılıp daha sonra10.000 rpm de 20 dakika santrifüj edilmiştir. Daha sonra elde edilen süpernatantın 0,75 mL’si, sırasıyla 0,75 mL 10 mM KH₂PO₄ tamponundan ve 1,5 mL KI eklenmiştir. Absorbans değeri 390 nm’de ölçülüp kaydedilmiştir. Sonuçlar standart grafikle oranlanarak g doku başına düşen H₂O₂ miktarı (µmolg-1 doku) olarak hesaplanmıştır.

Hücre Zararlanma Oranı: Analiz için sera koşullarında yetiştirilen farklı patates genotiplerinden alınan yaprak örnekleri kullanılmıştır. Tuz stresinin uygulanması başladıktan 1 ay sonra olgun genç yapraklardan 3’er adet 0,2 gram yuvarlak diskler alınarak yapılmıştır. Yaprak diskleri 10 ml ultra saf suyun içerisine konulmuştur.

Örnekler 24 saat boyunca +4 C ‘de muhafaza edilmiş ve başlangıç elektriksel iletkenliği (EC1) EC metre ile tespit edilmiştir. Daha sonra örnekler 121 C’de 20 dakika boyunca otoklavlanmış ve böylece tüm elektrolitlerin serbest kalması sağlanmıştır. 25 C ‘ye

19

soğutulan örneklerden ikinci bir EC (EC₂) ölçümü alınmıştır. Hücre membran stabilitesi oranı (1-(S1/S2)/1-(C1/C2) )*100 formülü ile hesaplanmıştır.

Hücre zaralanması oranı: 100- Hücre Membran Stabilitesi S1: Stres koşullarındaki genotiplerin EC₁ değerleri

S2: Stres koşullarındaki genotiplerin EC₂ değerleri C1: Kontrol koşullarındaki genotiplerin EC₁ değerleri C2: Kontrol koşullarındaki genotiplerin EC2 değerleri

Stres hassasiyet indeksi: Tuz stresi uygulanan ve uygulanmayan parsellerden alınan bitk boyları,sap-kök yaş ağırlıkları ve yumru ağırlıkları değerleri kullanılarak Fisher ve Maurer (1998) tarafından önerilen formül yardımıyla stres hassasiyet indeksi hesaplanmıştır.

SHİ=[1-(YS/YP)]/Sİ

YS: Stres koşullarındaki genotipin bitki boyu/sap –kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı YP: Kontrol koşullarındaki genotipin bitki boyu/sap –kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı

Sİ =[1-(YAS/YAP)]

Sİ: Stres indeksi

YAS: Stres koşullarındaki tüm genotiplerin ortalama bitki boyu/sap–kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı

YAP: Kontrol koşullarındaki tüm genotipin ortalama bitki boyu/sap–kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı

Stres tolerans indeksi: Tuz stresi uygulanan ve uygulanmayan parsellerden alınan bitki boyları,sap-kök yaş ağırlıkları ve yumru ağırlıkları değerleri kullanılarak Fernandez (1992) tarafından önerilen formül yardımıyla stres tolerans indeksi hesaplanmıştır.

STİ=YP*YS/(YAP)²

YS: Stres koşullarındaki genotipin bitki boyu/sap –kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı YP: Kontrol koşullarındaki genotipin bitki boyu/sap –kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı YAP: Kontrol koşullarındaki tüm genotipin ortalama bitki boyu/sap –kök yaş ağırlığı/yumru ağırlığı

İstatistiksel Analizler

Her iki denemeden elde edilen veriler ayrı ayrı tesadüf parsellerinde faktöriyel deneme desenine göre varyans analizine tabi tutularak, elde edilen ortamalar Duncan testine göre % 5 seviyesinde karşılaştırılmıştır.

Ayrıca stres tolerans ve stres hassasiyet indeksi sonucu elde edilen veriler Spearman korelasyon analizine göre değerlendirilmiştir

20 4 BÖLÜM IV

BULGULAR VE TARTIŞMA 4.1 Laboratuvar Koşullarında Yürütülen Deneme Sonuçları

Çalışmada yirmibeş farklı patates genotipinin in vitro koşullar altında tuz stresine (120 mM NaCl) karşı tepkisi morfolojik özellikler bakımından incelenmiştir. Bahsi geçen şartlar altında in vitro olarak geliştirilen bitkilerin kök/sap uzunlukları, yaş ağırlıkları ölçülerek farklı patates genotiplerinin tuz stresi altındaki davranışları belirlenmeye çalışılmıştır. Tek boğumdan gelişen bitkiler 7 haftalık gelişimlerinin tamamını tuz stresi altında gerçekleştirmiştir. Hermes çeşidinde gelişimleri tamamlanan bitkiler Şekil 4.1’de verilmiştir.

Şekil 4.1. Kontrol ve 120 mM NaCI stres koşulları altında in vitro yetiştirilmiş Hermes çeşidine ait bitkiciklerden bir görüntü (a: kontrol, b: stres).

4.1.1 Sap uzunluğu

Farklı patates genotiplerinin kontrol ve tuz koşullarında 7 haftalık gelişimlerinin ardından sap uzunluğu ölçümleri alınmıştır. Bu ölçümlerin sonucunda varyans analizi yapılmıştır. Çizelge 4.1’de laboratuarda kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin sap uzunluklarına ilişkin varyans analiz sonuçları verilmiştir. Varyans analiz sonucunda Uygulama, Genotip ve GenotipxUygulama interaksiyonuna ait değerler arasındaki farkların istatistiki bakımdan önemli olduğu bulunmuştur.

b)

21

Çizelge 4.1. Kontrol ve tuzluluk uygulamalarında yetiştirilen genotiplerin sap uzunluklarına ilişkin varyans analiz sonuçları

Varyasyon Kaynağı Serbestlik Derecesi Kareler Ortalaması F değeri

Uygulama 1 146187.19 831.79**

Genotip 24 968.09 5.51**

Genotip*Uygulama 24 526.73 3.00**

Hata 192 175.74

Genel 249

Değişim katsayısı 30.56

(**p<0.01)

Laboratuvar koşullarında yürütülen deneme sonucunda kontrol ve stres gruplarının sap uzunlukları Çizelege 4.2’de gösterilmiştir. Bu çizelgeden de anlaşılacağı üzere, kontrol şartları altında iyi gelişim gösteren bitkiler stres şartları altında zayıf kaldığı görülmüştür. Ayrıca bitkilerin sap uzunluklarında stres altında düşüş tespit edilmiştir.

Tuz stresi altında hiç gelişim göstermeyen genotipler olduğu gözlenmiş ve bu genotiplerde herhangi bir ölçüm yapılamamıştır.. Tuz stresi altında gelişim göstermeyen genotipler; CIP302499.30,CIP303383.41,CIP380496.6 ve DT12064 ‘dir. Deneme sonuçlarına bakıldığında kontrol grubundaki tüm genotiplerin ortalamasının 67.5 mm, stres grubundaki tüm genotiplerin ortalamasının ise 18.8 mm olduğu tespit edilmiştir.

Böylece, in vitro koşullarda yüksek tuz içeriğine sahip ortamda patates genotiplerin ortalama sap uzunluğu % 72.15 oranında azalmıştır. Kontrol grubunda en iyi gelişim gösteren genotipler; Hermes, DT11078 ve DT11088 olup, en zayıf gelişim gösteren Agria, CIP304383.41, CIP380496.6 genotipleri olmuştur. Tuz stresi altında ise en iyi gelişim gösteren genotipler; DT11094.1, Marabel, Desiree iken, en zayıf gelişim gösteren genotiplerin DT11017, DT11078 ve Agria olduğu tespit edilmiştir. Kontrol ve tuz stresi altındaki farklı patates genotiplerinin sap uzunlukları bakımından göstermiş oldukları tepkiler Şekil 4.2 ‘ verilmiştir.