ANKARA ÜNİVERSİTESİ

187  Download (0)

Tam metin

(1)

ANKARA ÜNİVERSİTESİ FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ

YÜKSEK LİSANS TEZİ

VİŞNE VE ÇİLEK NEKTARLARININ RENK YOĞUNLUĞU VE

STABİLİTESİNİN DOĞAL KAYNAKLARDAN EKLENEN KOPİGMENTLER İLE ARTTIRILMASI VE DEPOLAMA BOYUNCA RENKTE MEYDANA

GELEN DEĞİŞİMLER

Kübra ERTAN

GIDA MÜHENDİSLİĞİ ANABİLİM DALI

ANKARA 2016

Her hakkı saklıdır

(2)

TEZ ONAYI

Kübra ERTAN tarafından hazırlanan “Vişne ve Çilek Nektarlarının Renk Yoğunluğu ve Stabilitesinin Doğal Kaynaklardan Eklenen Kopigmentler ile Arttırılması ve Depolama Boyunca Renkte Meydana Gelen Değişimler” adlı tez çalışması 30/06/2016 tarihinde aşağıdaki jüri tarafından oy birliği ile Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı’nda YÜKSEK LİSANS TEZİ olarak kabul edilmiştir.

Danışman : Prof. Dr. Mehmet ÖZKAN

Ankara Üniversitesi / Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı

Jüri Üyeleri :

Başkan : Prof. Dr. Mehmet ÖZKAN

Ankara Üniversitesi / Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı

Üye : Prof. Dr. Ayla SOYER

Ankara Üniversitesi / Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı

Üye : Prof. Dr. Serpil ŞAHİN

Orta Doğu Teknik Üniversitesi / Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı

Yukarıdaki sonucu onaylarım.

Prof. Dr. İbrahim DEMİR Enstitü Müdür V.

(3)

i ETİK

Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü tez yazım kurallarına uygun olarak hazırladığım bu tez içindeki tüm bilgilerin doğru ve tam olduğunu, bilgilerin üretilmesi sırasında etiğe uygun davrandığımı, yararlandığım bütün kaynakları atıf yaparak belirttiğimi beyan ederim.

30.06.2016

Kübra ERTAN

(4)

ii ÖZET

Yüksek Lisans Tezi

VİŞNE VE ÇİLEK NEKTARLARININ RENK YOĞUNLUĞU VE STABİLİTESİNİN DOĞAL KAYNAKLARDAN EKLENEN KOPİGMENTLER İLE ARTTIRILMASI VE

DEPOLAMA BOYUNCA RENKTE MEYDANA GELEN DEĞİŞİMLER Kübra ERTAN

Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı Danışman: Prof. Dr. Mehmet ÖZKAN

Bu çalışmanın amacı, çeşitli kopigment kaynaklarından (gül yaprağı, kiraz sapı, nar kabuğu, vişne sapı ve yeşil çay) elde edilen sulu ekstraktların ve farklı tatlandırıcıların (sakkaroz, maltoz şurubu ve bal), vişne ve çilek nektarlarının renk yoğunluğu ve stabilitesi üzerine etkilerini belirlemek ve 20°C’de sırasıyla 168 ve 42 gün depolanmaları süresince renkte meydana gelen değişimleri saptamaktır. Bu amaçla, nektarlarda hiperkromik etki ve batokromik kayma takip edilmiştir.

Vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması sonunda batokromik kayma gözlenen kopigment kaynakları; gül yaprağı, nar kabuğu ve gallik asittir. En yüksek hiperkromik etki; nar kabuğu ve balın birlikte kullanıldığı nektarlarda gözlenmiş, bu nektarların absorbans değerinde %9 artış tespit edilmiştir.

Çilek nektarlarının 20°C’de 42 gün depolanması süresince kopigment olarak kullanılan gallik asit ve gül yaprağı ekstraktı batokromik kayma gösterirken, vişne sapı ekstraktı %12–32 düzeyinde hiperkromik etki göstermiştir. Maltoz şurubu ile hazırlanan ve kopigment içermeyen çilek nektarlarının Cy-3-glu içeriğinde %90 düzeyinde parçalanma gözlenirken, vişne sapı ekstraktı içerenlerde bu oran, %59 düzeyinde olmuştur.

Elde edilen sonuçlar; vişne ve çilek nektarlarının renk yoğunluğu ve stabilitesinin artırılmasının polifenolce zengin bitki ekstraktları ilavesi ile sağlanmasının mümkün olduğunu göstermiştir. Vişne nektarlarında gül yaprağı renk yoğunluğunun artırılmasında; gallik asit ise, renk stabilitesinin sağlanmasında olumlu etki göstermiştir. Nar kabuğu ekstraktı ise, hem renk yoğunluğunu artırmış hem de renk stabilitesini artırmıştır. Çilek nektarlarında; gül yaprağı ekstraktı ve gallik asit batokromik kayma sağlarken, vişne sapı ekstraktı renk yoğunluğu ve renk stabilitesini en çok artıran kopigment olmuştur.

Haziran 2016, 175 sayfa

Anahtar Kelimeler: Vişne nektarı, çilek nektarı, kopigmentasyon, antosiyaninler, nar kabuğu, vişne sapı, gül yaprağı, kiraz sapı, yeşil çay

(5)

iii ABSTRACT Master Thesis

INCREASING THE COLOR INTENSITY AND STABILITY OF SOUR CHERRY AND STRAWBERRY NECTARS BY THE ADDED COPIGMENTS FROM NATURAL

SOURCES AND CHANGES IN COLOR DURING STORAGE Kübra ERTAN

Ankara University

Graduate School of Natural and Applied Sciences Department of Food Engineering

Supervisor: Prof. Dr. Mehmet ÖZKAN

The objective of this study was to determine the effects of water extract obtained from various copigment sources (rose petal, sour cherry stem, pomegranate rind, cherry stem and green tea) and the various sweeteners (saccharose, maltose syrup and honey) on colour intensity and stability of sour cherry and strawberry nectars and to determine the changes in colour during storage at 20°C for 168 and 42 days, respectively. For this purpose, hyperchromic effect and bathocromic shift were observed in nectars.

After the storage at 20°C for 168 days, bathocromic shift observed in copigment sources were rose petal, pomegranate rind and gallic acid. The highest hyperchromic effect was observed in nectars containing both pomegranate rind and honey and 9% increase was determined in the absorbance value of these nectars.

While gallic acid and rose petal extracts used as copigments created a bathocromic shift in strawberry nectars during 42 days of storage at 20°C, sour cherry stem extract exhibited an hyperchromic effect at 12–32% levels. While 90% of Cy-3-glu degraded in strawberry nectars prepared with maltose syrup and containing no copigment extract, this ratio was 59% in nectars containing cherry stem extract.

Results indicated that the color intensity and stability of sour cherry and strawberry nectars could be increased by the incorporation of polyphenol-rich plant extracts to these nectars. In sour cherry nectars, rose petals extract was effective in increasing the color intensity while gallic acid showed the positive effect on color stability. The pomegranate rind extract was effective in increasing both color intensity and color stability. In strawberry nectars, while rose petals extract and gallic acid created a bathocromic shift, sour cherry stem extract was the most effective copigment in increasing color intensity and color stability.

June 2016, 175 pages

Key Words: Sour cherry nectar, strawberry nectar, copigmentation, anthocyanins, pomegranate rind, sour cherry stem, rose petal, cherry stem, green tea.

(6)

iv TEŞEKKÜR

Tez çalışmalarımda bilgi, öneri ve yardımlarını esirgemeyen saygıdeğer danışman hocam Sayın Prof. Dr. Mehmet ÖZKAN’a (Ankara Üniversitesi Gıda Mühendisliği Anabilim Dalı Öğretim Üyesi) ve gerek laboratuvar analizleri konusunda beni eğiten gerekse de kopigment ekstraktlarının hazırlanması ve karmaşık hesaplamaların yapılmasında bilgi ve tecrübelerine sürekli başvurduğum Sayın Doç. Dr. Meltem TÜRKYILMAZ’a (Ankara Üniversitesi Gıda Güvenliği Enstitüsü) en içten teşekkürlerimi sunarım. Yardıma ihtiyaç duyduğum zamanlarda yardımlarını esirgemeyen ve içtenlikle yardımıma koşan Fatmagül HAMZAOĞLU’na ve gül yaprağı ekstraktının hazırlanmasındaki katkılarından dolayı arkadaşlarım Sıla AKTANSEL ve Melek İLBİLGİ’ye teşekkür ederim. Ayrıca tezimde kullandığım ekstraktların Ankara Üniversitesi Ziraat Fakültesi “Meyve Suyu Pilot İşletmesi”nde üretilmesi süresince yardımlarını esirgemeyen Burhan BAL’a teşekkürlerimi sunarım.

Tezimin istatistiki analizlerinde bilgi ve deneyimlerine başvurduğum, her zaman sorularımı içtenlikle cevaplayan ve sorunlarımı dinleyen, akademik kimliğinin yanısıra kişiliğiyle de örnek olan saygıdeğer hocam Prof. Dr. Yusuf YILMAZ’a hoşgörüsü ve manevi desteğinden dolayı sonsuz teşekkürlerimi sunarım. Gerek yardımlarıyla gerekse de manevi desteğiyle her zaman yanımda olan ve en yoğun zamanlarında bile bana zaman ayırmaktan kaçınmayan iş arkadaşım Arş.Gör. Hilal TUNCER’e, tezimin her aşamamasında yardımları ve destekleri ile yanımda olan değerli dostlarım Buket ORHAN, Sümeyye ALAGÖZ ve Sevgin DIBLAN’a, yüksek lisans eğitimim süresince her zaman yanımda olan, her türlü sorunuma ve derdime ortak olan ve her zaman içtenlikle yardımıma koşan dostum Ayşe NAVRUZ’a çok teşekkür ederim.

Projemize destek veren TÜBİTAK’a (Proje No: 213O249) içtenlikle teşekkürlerimi sunarım.

Kübra ERTAN Ankara, Haziran 2016

(7)

v

İÇİNDEKİLER

TEZ ONAY SAYFASI

ETİK ... i

ÖZET ... ii

ABSTRACT ... iii

TEŞEKKÜR ... iv

SİMGELER VE KISALTMALAR DİZİNİ ... vii

ŞEKİLLER DİZİNİ ... viii

ÇİZELGELER DİZİNİ ... x

1. GİRİŞ ... 1

2. KAYNAK ÖZETLERİ ve KURAMSAL TEMELLER ... 3

2.1 Ülkemizde Vişne ve Çilek Üretimi ... 3

2.2 Vişne ve Çileğin Kimyasal Yapıları ... 4

2.2.1 Vişnenin kimyasal yapısı ... 4

2.2.2 Çileğin kimyasal yapısı ... 6

2.3. Antosiyaninler ve Kimyasal Yapıları ... 7

2.3.1 Vişne ve çilek antosiyaninleri ... 12

2.4 Kopigmentasyon ... 14

2.5 Kopigmentler ... 15

2.6 Kopigmentasyon Türleri ... 23

2.6.1 Moleküller arası kopigmentasyon ... 24

2.6.2 Molekül içi kopigmentasyon ... 26

2.6.3 Kendi kendine birleşme (Self-association) ... 28

2.6.4 Metal çelat oluşumu (Metal complexation) ... 29

2.7 Kopigmentasyonu Etkileyen Faktörler ... 30

3. MATERYAL ve YÖNTEM ... 34

3.1 Materyal ... 34

3.1.1 Vişne ve çilek suyu konsantresi ... 34

3.1.2 Kopigment kaynakları ... 34

3.1.3 Tatlandırıcılar ... 35

3.1.4 Kimyasallar ... 35

3.2 Yöntem ... 36

3.2.1 Kopigment ekstraktlarının hazırlanması ... 36

3.2.2 Nektarların hazırlanması ... 37

(8)

vi

3.2.3 Fiziksel analizler ... 39

3.2.4 Kimyasal analizler ... 40

3.2.5 Kinetik katsayıların hesaplanması ... 48

3.3 İstatistik Değerlendirme ... 50

4. ARAŞTIRMA BULGULARI ve TARTIŞMA... 51

4.1 Vişne Nektarlarının Depolama Süresince Bazı Analitik Özelliklerindeki Değişim ... 51

4.2 Vişne Nektarlarının Depolanması Süresince Antosiyanin Kopigmentasyonu ve Kopigmentasyon Etkisindeki Değişim ... 56

4.3 Vişne Nektarlarının Depolanması Süresince Monomerik Antosiyanin İçeriğindeki Değişim ... 63

4.4 Vişne Nektarlarının Depolama Süresince Renk Yoğunluğu, Polimerik Renk ve Polimerik Renk Oranındaki Değişimler ... 77

4.5 Vişne Nektarlarının Depolanması Süresince Toplam Polifenol İçeriğindeki Değişim ... 84

4.6 Çilek Nektarlarının Depolama Süresince Bazı Analitik Özelliklerindeki Değişim ... 92

4.7 Çilek Nektarlarının Depolanması Süresince Antosiyanin Kopigmentasyonu ve Kopigmentasyon Etkisindeki Değişim ... 96

4.8 Çilek Nektarlarının Depolanması Süresince Monomerik Antosiyanin İçeriğindeki Değişim ... 101

4.9 Çilek Nektarlarının Depolama Süresince Renk Yoğunluğu, Polimerik Renk ve Polimerik Renk Oranındaki Değişim ... 111

4.10 Çilek Nektarlarının Depolanması Süresince Toplam Polifenol İçeriğindeki Değişim ... 118

5. SONUÇ ve ÖNERİLER ... 126

KAYNAKLAR ... 127

EKLER ... 146

EK 1 Varyans Analizi Çizelgeleri ... 147

EK 2 Duncan Çoklu Karşılaştırma Testi Sonuçları ... 156

ÖZGEÇMİŞ ... 174

(9)

vii

SİMGELER VE KISALTMALAR DİZİNİ

ACN Antosiyanin

Briks (°Bx) Suda çözünür kuru madde Cy-3,5-diglu Siyanidin-3,5-diglikozit Cy-3-glu Siyanidin-3-glikozit

Cy-3-glurut Siyanidin-3-glikozilrutinozit Cy-3-rut Siyanidin-3-rutinozit

Cy-3-soph Siyanidin-3-soforozit

dak. Dakika

Dp-3-glu Delfinidin-3-glikozit

GAE Gallik Asit Eşdeğeri

h Saat (hour)

HCl Hidroklorik asit

HPLC Yüksek performanslı sıvı kromatografisi

NTU Neflometrik Bulanıklık Birimi (Nephelometric Turbidity Unit)

PDA Foto dioderay dedektörü

Pg-3-glu Pelargonidin-3-glikozit Pg-3-rut Pelargonidin-3-rutinozit

PVDF Poliviniliden florür (Polyvinylidene fluoride) PVPP Polyvinilpoliprolidon

r Korelasyon katsayısı

R2 Determinasyon katsayısı

UV Ultraviole

(10)

viii

ŞEKİLLER DİZİNİ

Şekil 2.1 Flavilium katyonu ... 7

Şekil 2.2 Siyanidin-3-glikozit ... 9

Şekil 2.3 Ortam pH’sının antosiyaninlerin rengi üzerine etkisi ... 11

Şekil 2.4 Antosiyaninlerin muhtemel termal parçalanma mekanizmaları ... 12

Şekil 2.5 Güçlü kopigmentasyon etkisine sahip fenolik asitler ... 16

Şekil 2.6 Gallik asit ... 18

Şekil 2.7 Kuersetin ve kampferol’ün temel yapısı ... 19

Şekil 2.8 Nar kabuğunun içerdiği fenolik bileşikler ... 20

Şekil 2.9 Yeşil çayın içerdiği kateşinler ... 22

Şekil 2.10 Kopigmentasyon türleri ... 23

Şekil 2.11 Kovalent bağ içermeyen kopigmentasyon etkileşimi (Moleküller arası kopigmentasyon) ... 24

Şekil 2.12 Moleküller arası kopigmentasyonun iki formu ... 25

Şekil 2.13 Antosiyanin molekülü ile iki fenolik asit ünitesinin açillenme ile kovalent bağ oluşturması (Molekül içi kopigmentasyon) ... 27

Şekil 3.1 Vişne nektarlarının üretimi ... 37

Şekil 3.2 Çilek nektarlarının üretimi ... 39

Şekil 4.1 Kopigment ekstraktları eklenen vişne nektarlarının bulanıklık değerleri ... 54

Şekil 4.2 Vişne nektarlarının depolama süresince λmaks değerlerindeki değişim ... 58

Şekil 4.3 Kopigment eklenmemiş vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim ... 64

Şekil 4.4 Gallik asit içeren vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim ... 64

Şekil 4.5 Nar kabuğu ekstraktı eklenen vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim ... 65

Şekil 4.6 Vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim (Tatlandırıcı:Maltoz şurubu) ... . 66 Şekil 4.7 Vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim (Tatlandırıcı: Bal) ... 66

Şekil 4.8 Vişne nektarlarının 20°C’de 168 gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin içeriğinde meydana gelen azalma oranları ... 68

Şekil 4.9 Vişne nektarlarının antosiyanin dağılımına ilişkin HPLC (520 nm) kromatogramları ... 76

(11)

ix

Şekil 4.10 Vişne nektarlarının depolanması süresince polimerik renk

oranındaki değişim ... 80 Şekil 4.11 Maltoz şurubu içeren vişne nektarlarının toplam monomerik

antosiyanin ve polimerik renk oranları arasındaki doğrusal ilişki ... 81 Şekil 4.12 Vişne nektarlarının depolanması süresince toplam polifenol

içeriğindeki değişim ... 85 Şekil 4.13 Nar kabuğu ekstraktının fenolik içeriği ... 87 Şekil 4.14 Vişne nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Kontrol;

depolama başlangıcı) ... 88 Şekil 4.15 Vişne nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Kontrol;

depolama sonunda) ... 89 Şekil 4.16 Vişne nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Nar

kabuğu ekstraktı; depolama başlangıcı) ... 90

Şekil 4.30 Çilek nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Vişne sapı

ekstraktı; depolama başlangıcı)………...………… 124 Şekil 4.31 Çilek nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Vişne sapı

ekstraktı; depolama sonunda) ... .. 125 Şekil 4.17 Vişne nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram (Nar

kabuğu ekstraktı; depolama sonunda) ……… 91 Şekil 4.18 Kopigment ekstraktları eklenen çilek nektarlarının bulanıklık

değerleri ... 94 Şekil 4.19 Kopigment eklenmemiş çilek nektarlarının 20°C’de 42 gün

depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin

içeriğindeki değişim ... 101 Şekil 4.20 Gallik asit içeren çilek nektarlarının 20°C’de 42 gün

depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin

içeriğindeki değişim ... 102 Şekil 4.21 Vişne sapı ekstraktı içeren çilek nektarlarının 20°C’de 42

gün depolanması süresince toplam monomerik antosiyanin

içeriğindeki değişim ... 102 Şekil 4.22 Çilek nektarlarının depolanması 20°C’de 42 gün süresince

toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim ... 103 Şekil 4.23 Çilek nektarlarının 20°C’de 42 gün depolanması süresince

toplam monomerik antosiyanin içeriğindeki değişim ... 103 Şekil 4.24 Çilek nektarlarının antosiyanin dağılımına ilişkin HPLC

(520 nm) kromatogramları ... 109 Şekil 4.25 Çilek nektarlarının depolanması süresince polimerik renk

oranındaki değişim ... 113 Şekil 4.26 Maltoz şurubu içeren çilek nektarlarının toplam monomerik

antosiyanin ve polimerik renk oranları arasındaki doğrusal

ilişki ... 117 Şekil 4.27 Çilek nektarlarının depolanması süresince toplam polifenol

içeriğindeki değişim ... 118 Şekil 4.28 Çilek nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram

(Kontrol; depolama başlangıcı) ... 122 Şekil 4.29 Çilek nektarlarının fenolik içeriğine ait kromatogram

(Kontrol; depolama sonunda) ... 123

(12)

x

ÇİZELGELER DİZİNİ

Çizelge 2.1 Meyve ve sebzelerde yaygın olarak bulunan antosiyanidinlerin

yapısal farkları ... 9 Çizelge 3.1 Kopigment ekstraktlarının içerikleri ... 36 Çizelge 3.2 HPLC ile antosiyanin dağılımını belirlemek için uygulanan

elüsyon profili ... 44 Çizelge 3.3 Fenolik madde dağılımı için uygulanan elüsyon profili ... 48 Çizelge 4.1 20°C’de 168 gün süresince depolanan vişne nektarlarının pH ve

titrasyon asitliği değerlerindeki değişim ... 52 Çizelge 4.2 20°C’de 168 gün süresince depolanan vişne nektarlarının

bulanıklık düzeyi değerlerindeki değişim ... 55 Çizelge 4.3 Vişne nektarlarının Amaks değerlerindeki değişim ... 62 Çizelge 4.4 Vişne nektarlarının 20oC’de 168 gün depolanması süresince

antosiyaninlerin parçalanmasına ilişkin kinetik parametreler ... 70 Çizelge 4.5 Vişne nektarlarının spektorofotometrik yöntem ve HPLC ile

saptanan antosiyanin içeriğinin karşılaştırılması ... 73 Çizelge 4.6 Vişne nektarlarının antosiyanin dağılımı ... 75 Çizelge 4.7 Vişne nektarlarının renk yoğunluğu, polimerik renk ve polimerik

renk oranları ... 79 Çizelge 4.8 Vişne nektarlarının polimerik renk oranlarındaki değişime ait

kinetik parametreler ... 83 Çizelge 4.9 Vişne nektarlarının spektrofotometrik ve HPLC yöntemleri ile

belirlenen toplam polifenol içeriklerinin karşılaştırılması ... 86 Çizelge 4.10 20°C’de 42 gün süresince depolanan çilek nektarlarının pH ve

titrasyon asitliği değerlerindeki değişim ... ………..

92 Çizelge 4.11 20°C’de 42 gün süresince depolanan çilek nektarlarının bulanıklık

düzeyi (NTU) değerlerindeki değişim ... 95 Çizelge 4.12 Çilek nektarlarının λmaks değerlerindeki değişim ... 98 Çizelge 4.13 Çilek nektarlarının Amaks değerlerindeki değişim ... 100 Çizelge 4.14 Çilek nektarlarının depolanması süresince antosiyaninlerin

parçalanmasına ilişkin kinetik parametreler ... 104 Çizelge 4.15 Çilek nektarlarının spektrofotometrik yöntem ve HPLC ile

saptanan antosiyanin içeriğinin karşılaştırılması ... 108 Çizelge 4.16 Çilek nektarlarının antosiyanin dağılımı ... 110 Çizelge 4.17 Çilek nektarlarının renk yoğunluğu, polimerik renk ve polimerik

renk oranı (%) değerlerindeki değişim ... 112 Çizelge 4.18 Çilek nektarlarının polimerik renk oranlarındaki değişime ait

kinetik parametreler………... 115 Çizelge 4.19 Çilek nektarlarının toplam polifenol içeriğinin karşılaştırılması……….. 119

(13)

1 1. GİRİŞ

Renk, tüketicinin bir gıda ürününü satın alma kararını belirleyen faktörlerin en önemlisidir. Gıdaların işlenmesi ve depolanması süresince meydana gelebilecek renk kayıplarını minimum düzeyde tutabilmek ve gıdaların çekiciliğini sağlamak amacı ile gıda üreticileri gıda boyalarına yönelmektedir. Ancak, tüketicilerin yapay gıda boyalarına olumsuz bakışı ve organik gıdalara yönelim doğal renk maddelerine olan talebi artırmaktadır.

Meyve ve sebzeler ile bunlardan üretilen ürünlerin kırmızı, pembe ve mor tonlarındaki renklerinden sorumlu olan doğal renk pigmentleri antosiyaninlerdir. Antosiyaninler çok geniş bir renk yelpazesine sahip olmasının yanı sıra, sağlık açısından yararları ile de dikkat çekmektedir. Sahip oldukları antioksidan etki nedeniyle birçok kronik hastalığı önleyici etki göstermekte olup; anti-karsinojen, anti-viral, anti-mikrobiyal ve anti- inflamatuar özellikleri de bulundurmaktadır. Çok çeşitli renklerde bulunmaları ve sağlık açısından yararlarından dolayı yapay boyalara alternatif olarak görülen antosiyaninler, düşük stabiliteleri nedeniyle, gerek depolama gerekse de üretim sürecinde sıcaklık, ışık, pH, askorbik asit, enzimler ve oksijen gibi çeşitli faktörlerden dolayı parçalanmakta ve bu durum da antosiyaninlerin doğal boya maddesi olarak kullanımını sınırlamaktadır.

Antosiyaninlerin stabilitesinin sağlanmasında en önemli faktör olan kopigmentasyon;

antosiyaninler ile kopigment molekülleri arasındaki etkileşim sonucu meydana gelerek antosiyaninlerin renk yoğunluğu ve stabilitesinin artmasını sağlamaktadır.

Kopigmentasyon etkileşimlerinin gerçekleşmesinde kopigment olarak rol oynayan bileşikler; flavonoidler, polifenoller, alkaloidler, amino asitler, organik asitler ve hatta antosiyaninlerin kendileridir. Bu maddelerce zengin kaynakların kullanılması da kopigmentasyonun gerçekleşmesini sağlamaktadır. Kopigmentasyon sonucunda antosiyaninlerin renk yoğunluğunda artış gözlenirken, kopigmentasyon etkileşimleri, antosiyaninlerin yarılanma sürelerinin uzamasını ve maksimum absorbansın görüldüğü dalga boyunda artışı sağlamaktadır.

(14)

2

Bu çalışmanın temel amacı, çilek ve vişne nekarlarındaki antosiyaninlerin renk yoğunluğunu, kopigment etkisi gösteren pahalı fenolik standartları kullanmadan, kopigmentasyon etkisi gösteren fenolikleri ekonomik bir şekilde doğal kaynaklarından su ile ekstrakte ederek artırmak ve renk stabilitesini sağlamaktır. Ayrıca, hangi kopigment ile pigmentin kopigmentasyon reaksiyonlarında daha etkili olduğu ile nektarlarda kullanılan farklı tatlandırıcıların antosiyaninlerin kopigmentasyonu üzerine etkileri de saptanmıştır. Bu amaçla; sakkaroz, maltoz şurubu ve bal olmak üzere üç farklı tatlandırıcı ile hazırlanan çilek ve vişne nektarlarına, polifenolce zengin olan farklı doğal kaynaklardan elde edilen kopigment ekstraktları ile gallik asit standart çözeltisi eklenmiştir. Kopigment ekstraktlarının elde edilmesinde; gül yaprağı, kiraz sapı, nar kabuğu, vişne sapı ve yeşil çay kullanılmıştır. Nektarlarda meydana gelen kopigmentasyon etkisi batokromik kayma ve hiperkromik değişim ile belirlenmiş, bu değerlerin renk yoğunluğu ve polimerik renk oranı ile korelasyonları değerlendirilmiştir. Gerek kopigment ekstraktlarının gerekse de tatlandırıcıların çilek ve vişne antosiyaninleri üzerine etkileri ortaya konulmuştur.

(15)

3

2. KAYNAK ÖZETLERI ve KURAMSAL TEMELLER

2.1 Ülkemizde Vişne ve Çilek Üretimi

Ülkemizde meyve suyu ve benzeri ürünlere işlenen başlıca meyveler elma, şeftali, kayısı, vişne, portakal ve nardır (Anonim 2011). Artan talep doğrultusunda çileğin de meyve suyu ve meyve suyu konsantresine işlenmesinde son yıllarda belirgin bir artış gözlenmektedir. FAO verierine göre, ülkemiz 2012 yılında 187 941 ton ile vişne üretiminde dünyada birinci sırada yer alırken bunu sırasıyla Rusya (183 300 ton), Polonya (175 391 ton) ve Ukrayna takip etmiştir (Anonymous 2012). Ayrıca, 2014 yılında da Türkiye vişne üretiminde dünyada birinci sırada yer almaktadır (Anonymous 2014). Çilek üretiminde ise, A.B.D. ve Meksika’dan sonra üçüncü sırada bulunmaktadır. FAO verilerine göre, 2005 yılında 3.8 milyon ton olan dünya çilek üretimi, 2012 yılında 4 milyon 532 bin tona çıkmıştır. A.B.D., 1 milyon 367 bin ton üretimle dünya üretiminin %30’unu karşılarken, onu 360 bin tonla Meksika, 353 bin tonla Türkiye, 290 bin tonla İspanya ve 242 bin tonla Mısır izlemektedir.

Ülkemizde meyve suyuna işlenen çilek miktarı ise 2007 yılında 4 100 ton iken ve 2008 yılında 7 700 ton olarak bildirilmiştir (Anonymous 2012). Ayrıca çilek ihracatında dünyada 6. sırada yer alan Türkiye, bu ürünü gerek taze meyve gerekse de çilek konsantresi olarak ihraç etmektedir. Türkiye 2014 yılında 14 286 ton çilek ihraç etmiştir (Anonymous 2015). Verilen bu istatistiki bilgiler vişne ve çileğin ülkemiz ekonomisi ve meyve suyu endüstrisi açısından değerli olduğunu göstermektedir.

Ülkemizde vişne üretimi, yıllar içinde önemli bir artış göstermektedir. Son 20 yıllık veriler incelendiğinde, 1994 yılında 90 000 ton olan vişne üretiminin, 2014 yılında 182 577 tona ulaştığı görülmektedir (Anonim 2014a). Ülkemizde üretilen vişnenin

%30’u, meyve suyu endüstrisi tarafından değerlendirilmektedir. Üretilen vişne suyu konsantreleri de çoğunlukla vişne nektarına (%66) işlenmektedir. Diğer taraftan, ülkemizde konsantreye işlenen meyveler arasında vişne, %18’lik paya sahip olup, elmadan (%60) sonra ikinci sırada yer almaktadır.

(16)

4 2.2 Vişne ve Çileğin Kimyasal Yapıları

2.2.1 Vişnenin kimyasal yapısı

Vişne (Prunus cerasus L.), Rosaceae familyasının Prunus cinsinde yer alan bir meyvedir. Yüksek asit içeriğine sahip olması, koyu rengi ve yüksek meyve suyu verimi ile de sofralık tüketimden çok meyve suyu, reçel, konserve gibi işlenerek tüketime sunulmaktadır (Özkarakaş ve Adıgüzel 1997, Cemeroğlu 2013). Ülkemizde Montmorency, Early Richmond, Tekirdağ gibi vişne çeşitlerinin üretimi yapılırken, üretimin yaklaşık %85’ini oluşturan ise Kütahya çeşididir (Anonim 1984, Özkarakaş ve Adıgüzel 1997). Bu çeşidin tercih edilme sebebi aroma, renk gibi bazı özelliklerinin yanı sıra işlemeye uygun olmasıdır (Özkarakaş ve Adıgüzel 1997).

Vişnenin yapısını oluşturan bileşenler şekerler, organik asitler, vitaminler, mineraller, antosiyaninler ve antosiyaninler dışındaki diğer fenolik bileşiklerdir (Damar 2010, Cemeroğlu 2013). Vişnelerin briksi, yani suda çözünür kuru madde içeriği, şekerler, organik asitler, suda çözünen vitaminler ve serbest amino asitlerden oluşmaktadır.

Vişnelerin briksi çeşide ve yetiştiği yöreye bağlı olarak değişmektedir. Bununla birlikte ülkemizde yetiştirilen vişnelerin briks derecesi, 12–26 arasında değiştiği saptanmıştır (Ekşi vd. 1980, Erbaş 1981, Velioğlu ve Yıldız 1996, Damar 2010, Yeşilören 2012).

Vişne sularının suda çözünür kuru madde içeriğinin büyük çoğunluğunu oluşturan şekerlerden glukozun miktarı 51.6 g/L, fruktozun miktarı 46.5 g/L ve glukoz/fruktoz oranı ortalama 1.1 olarak bulunmuştur (Yıldız 1994, Cemeroğlu 2013) Füzfai vd.

(2004), 3 farklı vişne türünde yaptığı çalışmada, şeker içeriğinin, %26.5–39.7’sini fruktoz, %29.2–37.8’ini glukoz, %0.24–0.46’sını disakkaritlerin ve %0.02–0.03’ünü de sakkarozun oluşturduğunu saptamıştır. Vişnelerde şekerlerden sonra, en fazla, bir şeker alkol olan sorbitol bulunmaktadır. Kütahya çeşidi vişnelerde, indirgen şeker içeriğinin

%9.24 ve toplam şeker içeriğinin ise %9.48 olduğu belirlenmiştir (Bolat ve Pırlak 1998). Bu durum vişnede bulunan şekerlerin tamamına yakınının indirgen şekerler olduğunu göstermektedir.

(17)

5

Vişnenin suda çözünür kuru madde içeriğini oluşturan öğelerden bir diğeri de organik asitlerdir. Vişnedeki organik asitler içerisinde başat asit malik asit olup, yaklaşık 20 g/L düzeyinde bulunmaktadır. Ayrıca vişnede, sitrik ve kuinik asit de bulunmaktadır (Cemeroğlu 2013). Meyvelerin asitliği onların olgunluk indeksini belirlemede kullanılmaktadır. Toplam suda çözünür kuru maddenin asitliğe oranı, meyvenin olgunluk indeksini ifade etmekte olup, tat ve lezzet üzerine etkilidir. Bu oranın vişnelerde 5.7–15.3 arasında değiştiği bildirilmiştir (Wojdylo vd. 2014).

Ülkemizde üretilen vişne türleriyle yapılmış çalışmalarda, vişne sularının ortalama pH değerleri 2.84 ve titrasyon asitliği ise %2.09 olarak saptanmıştır (Damar 2010). Vişne suları yüksek asit içeriği nedeniyle, doğrudan tüketime uygun değildirler. Bu nedenle, vişne suları; şeker ve su ilavesi ile nektar olarak ya da elma suyu gibi meyve suları ile şeker asit dengesi göz önünde bulundurularak karışık meyve suyu olarak tüketiciye sunulmaktadır. Vişne nektarı üretilirken öncelikle su ilavesi ile vişne sularının asit oranı düşürülür. Daha sonra asit-şeker dengesinin sağlanması için şeker eklenir (Cemeroğlu 2013).

Türk Gıda Kodeksi, Meyve Suyu ve Benzeri İçecekler Tebliği’ne göre meyve nektarı:

Meyve suyuna, konsantreden üretilen meyve suyuna, meyve suyu konsantresine, su ile ekstrakte edilen meyve suyuna, meyve suyu tozuna, meyve püresine ve/veya meyve püresi konsantresine ve/veya bunların karışımına, şekerlerin ve/veya balın ilave edilmesiyle veya ilave edilmeksizin su ilave edilmesiyle elde edilen, fermente olmamış ancak fermente olabilen ürün olarak tanımlanmıştır (Anonim, 2014b). Vişne nektarlarının ise son üründe hacimce en az %35’ini vişne suyu oluşturmalıdır. Ayrıca briks derecesi en az 13.5 °Bx olmalı ve meyve nektarına ilave edilen şeker bal ve/veya tatlandırıcılar son ürünün toplam ağırlığının en fazla %20’si kadar olmalıdır (Anonim, 2014b).

Vişne, sağlık açısından yararları ile dikkat çeken bir meyvedir. Yüksek miktarlarda güçlü antioksidan, antikarsinojen ve anti-inflamatuvar özelliğe sahip olduğu bilinen fenolik maddeleri içermektedir (Blando vd. 2004). Vişnelerde en yüksek miktarda

(18)

6

bulunan fenolik maddeler; antosiyaninler ve hidroksisinamik asitlerdir (neoklorojenik asit ve p–kumarilkuinik asit) (Ferretti vd. 2010). Bunlar dışında; flavonoller ve flavan–

3–oller (kateşin, epikateşin, kuersetin 3–glikozit, kuersetin 3–rutinozit ve kaemferol 3–

rutinozit) vişnelerde mevcuttur (Gao ve Mazza 1995, Chaovanalikit ve Wrolstad 2004).

Vişnelerin tat ve burukluk gibi organoleptik özellikleri üzerine de etkili olan bu fenolikler, meyvenin kabuğunda yoğun miktarda (229 mg/100 g) bulunmaktadır (Ferretti vd. 2010).

2.2.2 Çileğin kimyasal yapısı

Çilek (Fragaria ananassa), Rosaceae familyasının genellikle F. chiloensis ile F.

virginiana türlerinin melezlenmesi ile elde edilen bir meyvedir (Zabetakis ve Holden 1997, Deuel ve Plotto 2004). Küçük boyutlarda olmasına karşılık, çekici bir görünüş ve yoğun flavora sahiptir. Çilek, yüksek oranlarda C vitamini (askorbik asit), folik asit ve fenolik bileşikleri içermesinden dolayı biyoaktif bileşenlerin kaynağı olarak da görülmektedir (Giampieri vd. 2012, Padula vd. 2013).

Önemli bir vitamin C kaynağı (59 mg/100 g meyve) ve folik asit kaynağı (20–25 mg/100 g meyve) olmasnın yanısıra, çilek, aynı zamanda tiyamin, riboflavin, niasin, A vitamini, B6 vitamini, E vitamini ve K vitamini kaynağıdır (Giampieri vd. 2012).

Ayrıca; mangan, magnezyum, fosfor, demir ve iyot açısından da zengindir (Giampieri vd. 2012). Çileğin toplam fenolik içeriğinin (57–133 mg/100 g taze meyve) büyük bir kısmını antosiyaninler (8.5 to 65.9 mg/100 g) oluşturken, flavan-3-oller (11–45 mg/100 g meyve) ve elajitanenler (7.7–18.2 mg/100 g meyve) de yüksek oranlarda bulunmaktadır (Aaby vd. 2012). Bunların dışında, çilekler önemli düzeyde şeker ve organik asit içermektedir. Çileğin başat şekerleri; glukoz (1.89–4.52 g/ 100 mL), fruktoz (2.14–4.14 g/100 mL) ve sakkaroz (0.90–3.87 g/100 mL)’dur. Çilekteki başat organik asit, sitrik asit (0.73–1.58 g/100 mL) olup, bunu malik asit (0.22–0.69 g/100 mL) izlemektedir (Kallio vd. 2000).

(19)

7

Çileklerin suda çözünür kuru maddelerinin 5.08–11.15°Bx, pH değerlerinin 2.84–4.27 ve titrasyon asitliğinin ise %0.38–0.91 arasında değiştiği saptanmıştır (Kepenek vd.

2012). Çilek sularının pH değerleri 3.49–3.50, titrasyon asitliği 0.21–0.22 g/100 mL ve briks derecesi ise 8.64–8.87 bulunmuştur (Orhan 2014). Çilek nektarlarında; pH değerlerinin 2.9–3.0, asitliğin 0.83–0.88 g/100 mL ve suda çözünür kuru maddenin 8.7–

8.9 °Bx arasında değiştiği görülmektedir (Gössinger vd. 2009). Türk Gıda Kodeksi, Meyve Suyu ve Benzeri İçecekler Tebliği’ne göre çilek nektarlarının son üründe hacimce en az %40’ını çilek suyu oluşturmalıdır. Ayrıca çilek suyunun briks derecesi en az 7°Bx olmalıdır.

2.3 Antosiyaninler ve Kimyasal Yapıları

Antosiyaninler; meyve, sebze ve çiçeklerin kendilerine özgü pembe, kırmızı, viole, mavi ve mor tonlarındaki renklerinden sorumlu olan suda çözünebilir özellikteki doğal renk maddeleridir. Antosiyaninler, antosiyadinlerin şekerlerle esterleşmiş formları olup, temel yapıtaşları flavilium katyonudur (2-fenilbenzopirilium) (Mazza ve Miniati 1993).

Antosiyaninler, flavilium katyonunun polihidroksi ve polimetoksi türevlerinin glikozitleridir. Antosiyaninlerin yapısını oluşturan antosiyanidinler (aglikonlar); oksijen içeren heterosiklik (C) halkasına bağlı aromatik (A) halkasından oluşmakta olup;

aromatik (B) halkasına da karbon-karbon bağı ile bağlıdırlar (Şekil 2.1) (Cemeroğlu vd.

2009).

O+

R1

R2

R5

R6

R7

R4

R3

A C

B

Şekil 2.1 Flavilium katyonu

6' 5' 3' 4' 2' 1' 8

7

6 5 4

3 2 1

(20)

8

Antosiyaninlerin yapıtaşı olan flavilium katyonu, C6C3C6 iskeletindeki yapıya sahip olup; bu yapı ile karakterize edilen fenolik bileşiklerin alt grubu olan flavonoidler grubunda yer almaktadır (Cemeroğlu vd. 2009). Diğer flavonoidler gibi güçlü antioksidan aktiviteye sahip olan antosiyaninlerin, sağlık açısından çeşitli yararları bulunmaktadır (Tsuda vd. 1994, Kalt vd. 2000). Sahip oldukları antioksidan etki nedeniyle antosiyaninlerin birçok kronik hastalığı önleyici etki gösterdiği ortaya konulmuştur (Gil vd. 2000). Ayrıca, koroner kalp hastalıkları ve kalp krizi risklerini azaltıcı etkileri, anti-karsinojen etkileri (Wrolstad 2004) ve çeşitli kan dolaşım bozuklukları ile bazı göz hastalıklarında tedavi edici nitelikleri bulunduğu belirtilmektedir (Kırca 2004). Bunlara ilaveten, antosiyaninler gösterdikleri anti-viral ve anti-mikrobiyal aktivite ile bitkileri mikroorganizmalara karşı korumaktadırlar (Wrolstad 2004).

Antosiyaninler üzerine yapılmış çalışmalar, 23 farklı antosiyanidin olmasına karşın, 500’den fazla antosiyanin çeşidi olduğunu göstermiştir (Clifford 2000, Rein 2005, Andersen ve Jordheim 2006). Antosiyaninler arasındaki bu çeşitlilik; moleküldeki hidroksil gruplarının sayısı, bu hidroksil gruplarının metilasyon derecesi, moleküle bağlanmış şekerlerin türü, sayısı, bağlanma şekli ve bu şekerlere bağlanmış fenolik ve organik asitlerin yapı ve sayısı gibi faktörlerden kaynaklanmaktadır (Mazza ve Brouillard 1990). Bitkilerde yaygın olarak bulunan antosiyanidinlerden 6 tanesi;

pelargonidin, peonidin, siyanidin, malvidin, petunidin ve delfinidin olarak bilinmektedir (Mazza ve Miniati 1993) (Çizelge 2.1). Bunların meyve ve sebzelerdeki dağılımı ise;

siyanidin (%50), pelargonidin (%12), peonidin (%12), delfinidin (%12), petunidin (%7) ve malvidin (%7) şeklinde olmaktadır (Kong vd. 2003, Kırca 2004, Castaneda-Ovando vd. 2009).

(21)

9

Çizelge 2.1 Meyve ve sebzelerde yaygın olarak bulunan antosiyanidinlerin yapısal farkları (Castaneda-Ovando vd. 2009)

Antosiyanidin R1 R2 R3 R4 R5 R6 R7 Renk

Siyanidin (Cy) OH OH H OH OH OH H Turuncu-kırmızı Pelargonidin (Pg) OH OH H OH H OH H Turuncu

Peonidin (Pn) OH OH H OH OCH3 OH H Turuncu-kırmızı Delfinidin (Dp) OH OH H OH OH OH OH Mavi-kırmızı Petunidin (Pt) OH OH H OH OCH3 OH OH Mavi-kırmızı Malvidin (Mv) OH OH H OH OCH3 OH OCH3 Mavi-kırmızı

Antosiyanidinler doğada serbest halde bulunmayıp; glikozit formunda, yani antosiyanin yapısında bulunmaktadır. Antosiyanin molekülüne bağlanan şeker molekülleri bazı istisnalar dışında daima 3. pozisyondaki karbon atomuna bağlanır. Bunun yanında, birden fazla şeker molekülünün bağlandığı durumlarda, şeker moleküllerinin birisi mutlaka 3. pozisyona bağlanmış olmakla birlikte, diğerleri çoğunlukla 5. pozisyona ve nadiren de 7. pozisyona bağlanmış olabilir (Cemeroğlu vd. 2009). Antosiyaninlerin yapısında yer alan şekerler bulunuş sıklığına göre sırasıyla; glukoz, ramnoz, galaktoz, arabinoz ve ksilozdur (Rein 2005). Bu monosakkaritlerden oluşan di- ve trisakkaritler de bazı antosiyaninlerle glikozit oluşturmaktadır. Antosiyanin glikozitlerinin en yaygınları; 3-monozidler, 3-biozidler, 3,5-diglikozitler ve 3,7-diglikozitlerdir.

Bunlardan 3-glikozitler doğada daha yaygın bulunmaktadır (Kırca 2004, Turfan 2008).

Doğada en yaygın bulunan antosiyanin ise siyanidin 3-glikozit (Cy-3-glu)’tir (Şekil 2.2). Antosiyanin yapısında en sık yer alan di- ve trisakkaritler ise; rutinoz, soforoz, sambubioz ve glukorutinozdur (De Ancos vd. 1999, Kahkönen vd. 2003, Rein 2005).

O+

O R2

R5

R6

R7 R4

R3 Gl u

C

B

A

Şekil 2.2 Siyanidin-3-glikozit

(22)

10

Antosiyaninlerin yapısında şekerler dışında diğer bir bileşen olarak; çoğunlukla fenolik asitler (p-kumarik, ferulik, kafeik, sinapik, gallik veya parahidroksibenzoik asit) ve daha az olmak üzere organik asitler (malonik, okzalik, malik, süksinik veya asetik asit) yer almaktadır (Turfan 2008). Bu asitler 3. karbon atomundaki şeker molekülünün çoğunlukla 6–OH ya da daha az sıklıkla 4–OH grubuna açillenerek bağlanmıştır (Giusti ve Wrolstad 2003). Hidroksil grupları, metoksil grupları, şekerler ve asitlerle açillenmiş şekerler antosiyaninlerin renk yoğunluğu ve stabilitesi üzerine önemli bir rol oynamaktadır (Cemeroğlu vd. 2009). Hidroksil grubu sayısı arttıkça, renk daha yoğun mavilik kazanmakta ve antosiyaninin maksimum absorbans verdiği dalga boyu büyümektedir. Metoksil grubu sayısı arttıkça ise, renk daha yoğun kırmızılık kazanmaktadır (Mazza ve Brouillard 1987). Diğer bir yandan, açillenmiş antosiyaninlerin açillenmemiş olanlara göre daha yüksek stabilite gösterdiği bildirilmektedir. Aromatik asitlerle di– veya poli–açillenmiş flavilium katyonlarının, pH değeri 5’in üzerinde olduğu ortamlarda bile renk kaybına uğramadığı saptanmıştır (Giusti ve Wrolstad 2003).

Antosiyanin içeren çözeltilerin rengi, antosiyaninlerin kimyasal yapısının yanında;

bulunduğu ortamın pH derecesi, sıcaklık, kopigment varlığı, metal iyonları, enzimler, askorbik asit, şekerler ve parçalanma ürünleri, kükürt dioksit gibi çeşitli faktörlere bağlıdır. Böylece aynı antosiyanin çeşitli bitkisel dokularda farklı renkte olabilmektedir (Cemeroğlu vd. 2009). Ortamın pH derecesi antosiyaninlerin renk tonu ve yoğunluğu üzerine en etkili olan faktördür. Antosiyaninlerin asidik çözeltilerde birbiri ile dengede olan 4 formu bir arada bulunmaktadır (Şekil 2.3). Bunlar; flavilium katyonu, karbinol psödobaz, kuinoidal anhidrobaz ve çalkon formlarıdır. Bu formlardan ortama hangisinin hakim olacağı bulundukları ortamın pH değerine bağlı olarak değişmektedir. pH değerinin 2’nin altına düştüğü durumlarda ortama hakim olan kırmızı renge sahip flavilium katyonudur. Ortamın pH değeri yükseldikçe flavilium katyonu azalmakta ve karbinol psödobaz formu artmaktadır. Ortamın pH değeri 4–5 olduğunda ise ortama renksiz karbinol psödobaz formu hakim olmaktadır. Karbinol psödobaz, çalkon formu ile totomerik denge halinde bulunmaktadır. pH 5’in üzerine çıktıkça mavi renge sahip olan kuinidal anhidrobaz formu artmaya başlayarak, ortamın renginin maviye dönüşmesine neden olmaktadır (Cemeroğlu vd. 2009).

(23)

11

Şekil 2.3 Ortam pH’sının antosiyaninlerin rengi üzerine etkisi (Wrolstad 2004)

Antosiyaninler stabilitesi düşük pigmentler olup; çeşitli faktörlerin etkisiyle parçalanarak renklerini kaybetmektedir. Bunun nedeni; antosiyaninlerin yapıtaşı olan flavilium katyonunun C halkasının doymamış olması ve kolaylıkla reaksiyona girerek parçalanmasıdır (Cemeroğlu vd. 2009). Antosiyaninlerin parçalanmasına neden olan en etkili faktör sıcaklıktır. Bazı antosiyaninlerin termal degradasyon mekanizması şekil 2.4’te gösterilmiştir. Antosiyanin içeren ürünlerin işlenmesi ve depolanması sırasında uygulanan yüksek sıcaklık, antosiyaninlerin parçalanmasına ve dolayısıyla bu ürünlerin renklerinin bozulmasına neden olmaktadır. Antosiyaninlerin çok çeşitli renklerde bulunması, sağlık açısından yararları ve yapay gıda boyalarına alternatif olarak görülmesine rağmen stabilitelerinin düşük olmasından dolayı kullanımı sınırlanmaktadır (Castaneda-Ovando vd. 2009). Bu nedenle, antosiyaninlerin renginin artırılması ve stabilizasyonun sağlanması önemli bir konu haline gelmiştir.

(24)

12

O H

OH OH

OH

O+ O

H

O Glu OH

OH

O+

O H

O H

O

OH

O OH H

O H

CHO

O H

O

OH O

H

O H

O Glu OH

OH

O+

O H

O H

OH OH

OH

O+

*Molekülün yarılması (Cleavage).

Şekil 2.4 Antosiyaninlerin muhtemel termal parçalanma mekanizmaları (Patras vd.

2010)

2.3.1 Vişne ve çilek antosiyaninleri

Birçok meyve ve sebzede olduğu gibi, vişne ve çileklerde de çeşide bağlı olarak, antosiyanin kompozisyonlarında farklılık olabilmektedir. Blando vd. (2004), 3 farklı çeşit vişnede, 4 farklı antosiyanin tanımlamış ve başat antosiyaninin siyanidin-3- glukozilrutinozit (%62–68) olduğunu ve bunu da siyanidin-3-rutinozitin (%27–33) takip ettiğini bildirmişlerdir. Bonerz vd. (2007) tarafından 5 vişne çeşidinde yürütülen çalışmada; 6 farklı antosiyanin tanımlanmıştır. Bunlar; siyanidin-3-(2G- glukozilrutinozit), siyanidin-3-(2G-ksilozilruti-nozit), siyanidin-3-glikozit, siyanidin-3- rutinozit, siyanidin-3-soforozit, peonidin-3-rutinozit’tir. Ülkemizde yetiştirilen 11 vişne çeşidinde yapılan bir çalışmada ise; 6 antosiyanin belirlenmiş, ancak; bunlardan dört tanesi tanımlanabilmiştir (Damar ve Ekşi 2012). Bu antosiyaninlerin; siyanidin-3- glukozilrutinozit (140‒321 mg L–1), siyanidin-3-rutinozit (35‒86 mg L–1), siyanidin-3-

A C

A A

A A

A

B B

C C

C B

B B Pelargonidin–3–glikozit

Siyanidin–3–glikozit

Deglukozilasyon

Deglukozilasyon

Parçalanma

*

Parçalanma*

Parçalanma

Parçalanma

Protokateşik asit

Floroglusinaldehit

4-hidroksibenzoik asit

(25)

13

soforozit (3‒21 mg L–1) ve siyanidin-3-glikozit (2‒10 mg L–1) olduğu belirlenmiştir.

Antosiyanin profili gibi; vişnelerin monomerik antosiyanin miktarı da çeşide bağlı olarak değişiklik göstermektedir. Ülkemizde yetişen 11 vişne çeşidinin monomerik antosiyanin miktarlarının 350‒633.5 mg L–1 arasında değiştiği saptanmıştır (Damar ve Ekşi 2012). Macaristan’da yetişen 10 farklı vişne çeşidinin monomerik antosiyanin miktarları da önemli düzeyde farklılık göstermekte olup; 100–2600 mg L–1 arasında değişmektedir (Sass-Kiss vd. 2005).

Çileklerin toplam monomerik antosiyanin içeriğinin ise, 200–600 mg kg–1 arasında değiştiği ve bu antosiyaninlerin %77–90’ını pelargonidin-3-glikozit’in oluşturduğu saptanmıştır (Lopes da Silva vd. 2007). Aynı çalışmada, çileklerin içerdiği diğer antosiyaninlerin ise, sırasıyla pelargonidin-3-rutinozit (%6–11) ve siyanidin-3-glikozit (%3–10) olduğu ortaya konulmuştur. Laboratuvarımızda yapılan bir çalışmada da çilek sularında Pg-3-glu (%52), Cy-3-glu (%32) ve Pg-3-rut (%17) olduğu belirlemiştir (Orhan 2014). Ülkemizde yetiştirilen üç farklı çilek türünde (Camarosa, Seyhun ve Osmanlı) yapılan bir çalışmada, 6 farklı antosiyanin belirlenmiş (Cy-3-glu, Cy-3-rut, Pg-3-glu, Pg-3-rut, Pg-3-malglu, Pg-3-asetilglu) ve her bir çilek türünün başat antosiyanini Pg-3-glu iken diğer antosiyaninlerin oranlarının değişiklik gösterdiği saptanmıştır (Kelebek ve Selli 2011).

Çilek antosiyaninleri üzerine yapılan çalışmalarda, çilekte bulunan antosiyaninlerin çoğunlukla monoglikozit yapıda olduğu görülmektedir. Nitekim, yapılan bir çalışmada çilek antosiyaninlerinin %93’ünün monoglikozit yapıda olduğu saptanmıştır (Wu vd.

2006). Monoglikozit yapı, çileğin ve çilek sularının renk stabilitesinin düşük olma sebeplerinden biridir (Fleschhut vd. 2006, Orhan 2014). Antosiyanin degradasyonu, şeker molekülünün yapıdan ayrılarak labil formdaki antosiyanidin yapısının oluşmasıyla başlar (Sadilova vd. 2007, De Rosso ve Mercadante 2007). Dolayısıyla yapısında tek bir şeker molekülü içeren monoglikozit antosiyaninlerin stabilitesi de düşük olmaktadır.

Çilek antosiyaninlerinin stabilitesinin düşük olmasının diğer bir nedeni ise çileğin yüksek oranda askorbik asit içermesidir (Orhan 2014). Askorbik asit ve parçalanma

(26)

14

ürünlerinin antosiyanin degradasyonunu hızlandırdığı bilinmektedir. Açai meyvesi antosyaninlerinden elde edilen çözeltiye farklı oranlarda eklenen askorbik asit, antosiyanin degradasyonunu hızlandırmış, 276 mg/mL düzeyinde eklenen askorbik asit ise antosiyanin degradasyon hızının 110 katına çıkmasına neden olmuştur (De Rosso ve Mercadante 2007). Askorbik asit ve askorbik asitin parçalanma ürünlerinin (dehidro-L- askorbik asit ve hidrojen peroksit gibi) antosiyaninlerin oksidasyonuna neden olarak parçalanmalarını hızlandırdığı bildirilmiştir (Lundahl vd. 1989, Orhan 2014).

2.4 Kopigmentasyon

Antosiyaninlerin kopigmentasyon reaksiyonları ilk kez 1916 yılında Willstatler ve Zollinger tarafından üzümlerin başlıca antosiyanini olan oenine (malvidin 3-glikozit), tanen ve gallik asit ilavesi ile antosiyaninlerde meydana gelen renk değişiminin gözlenmesi sonucunda farkedilmiştir (Rein 2005). Kopigmentasyon çalışmaları ilk olarak çiçeklerde denenmiştir. Bitkilerde yapılan çalışmada aynı antosiyanininin değişik çiçeklerin taç yapraklarında farklı renklere ve farklı antosiyaninlerin bitkinin değişik bölümlerinde aynı renge neden olduğu gözlemlenmiştir (Robinson ve Robinson 1931).

Antosiyaninlerin stabilitesinin sağlanmasında en önemli faktör olan kopigmentasyon;

antosiyaninler ile kopigment (kopigmentasyon kofaktörleri) molekülleri arasındaki etkileşim sonucu meydana gelmektedir. Bu etkileşim, pigmentlerin konsantrasyonlarından beklenilen renkten daha yoğun renge sahip olmalarına neden olmaktadır. Meyve ve sebzelerin sahip oldukları pH değerlerinde antosiyaninlerin renksiz karbinol bazı formunda bulunmaları gerekirken birçok meyve ve sebze yoğun ve parlak renklere sahiptir. Bu durum, ortamdaki kopigmentlerin antosiyaninlerin renkli formlarını stabilize ederek pH derecesinin uygun olmamasına rağmen onların renksiz karbinol formu oluşturmalarını engellemelerinden kaynaklanmaktadır (Cemeroğlu vd.

2009).

Kopigmentasyon, düzlemsel antosiyanin yapıları (flavilium katyonu ve kuinoidal baz) arasındaki dikey istiflenme aracılığıyla oluşan hidrofobik π-π interaksiyonudur

(27)

15

(Brouillard vd. 2010). Kopigmentasyon reaksiyonları, pirilium çekirdeğindeki C-2 konumuna suyun nükleofilik atağının engellenmesini sağlayarak; renksiz hemiketal ve çalkon formlarının oluşmasını önlemektedir (İstanbullu 2007). Kopigmentasyon interaksiyonları, hiperkromik etki (ΔA) ve batokromik kayma (Δλmax) ile saptanmaktadır. Hiperkromik etki; pigmentin absorbansta yarattığı artış, yani renk yoğunluğunun artması olarak tanımlanmaktadır. Batokromik kayma ise; pigmentin maksimum absorbansının görüldüğü dalga boyundaki artış olarak tanımlanmaktadır.

Batokromik kayma sonucunda kopigmentasyon kompleksinin görünür bölgedeki maksimum absorbansının dalga boyu, serbest antosiyaninin dalga boyundan daha yüksek olmaktadır (İstanbullu 2007).

2.5 Kopigmentler

Antosiyaninlerle kompleks oluşturarak, stabil ve daha yoğun renkli bileşikler meydana getiren maddelere ʽkopigment’ denilmektedir (Cemeroğlu 2013). Bir kopigment çoğunlukla kendi başına renksiz olup antosiyanin çözeltisine eklendiğinde, çözeltinin renk yoğunluğunu büyük oranda arttırmaktadır. Kopigment olarak davranan moleküller;

flavonoidler, polifenoller, alkaloidler, amino asitler, organik asitler ve hatta antosiyaninlerin bizzat kendileri olmak üzere çok geniş bir bileşik grubunu içermektedir (Brouillard vd. 1989, Mazza ve Miniati 1993, Cemeroğlu 2013). Bu kopigmentler, meyve ve sebzelerin yapısında doğal olarak değişen kompozisyonlarda ve oranlarda bulunmaktadır (Rein 2005).

Fenolik kopigmentler, antosiyaninlerin kuinoidal formlarına göre flavilium katyonu ile daha güçlü etkileşim gösterdiğinden kopigmentasyon ile stabilitenin sağlanmasında daha etkili olmaktadır (Brouillard vd. 1991, Dangles vd. 1992, Limon vd. 2013, Trouillas vd. 2016). Üzerinde en çok çalışılan kopigment grupları; flavonoidler ve fenolik asitlerdir. Kopigment olarak flavonoidlerin ele alındığı çalışmalar, fenolik asitler üzerine yapılmış çalışmalara göre daha fazladır (Asen vd. 1972, Chen ve Hrazdina 1981, Rein 2005). Flavon, flavonol, flavanon ve flavanolleri içeren flavonoidlerden en etkili kopigment rutin iken; kuersetinin de güçlü bir kopigmentasyon etkisi sağladığı

(28)

16

bildirilmiştir (Scheffeldt ve Hrazdina 1978, Williams ve Hrazdina 1979, Ballington vd.

1987, Bakowska vd. 2003). Yapılan çalışmalarda, malvidin 3,5-diglikozit çözeltisine rutin eklenmesi, pH 3.2’de, 30 nm batokromik kaymaya neden olurken; kuersetin eklenmesi ise, 28 nm batokromik kaymaya yol açmıştır (Chen ve Hrazdina 1981). Diğer taraftan, çok düşük pH değerlerinde (pH<2) rutinin neden olduğu intermoleküler kopigmentasyonda batokromik kayma görülürken; renk yoğunluğunda artış saptanmamıştır (Williams ve Hrazdina 1979).

Fenolik asitlerden sinapik asit en etkili kopigmentlerden iken; ferulik asidin ise güçlü bir renk artışı ve batokromik kaymaya neden olduğu saptanmıştır (Asen vd. 1972, Dimitric-Markovic vd. 2000). Benzoik asitler, bunların aksine, zayıf kopigment etkisi göstermektedir. Diğer araştırılan kopigmentler ise; tanenler, kafein, konjuge hidroksisinamik asit ve klorojenik asittir (Rein 2005). Nitekim, hidroksi sinamik asit ve hidroksi benzoik asit gibi fenolik asitlerin antosiyaninlerin stabilitesi ve renginin arttırılması üzerine öne çıkan etkileri olduğu bildirilmiştir (Dimitric-Markovic vd.

2000). Amino asitlerden özellikle prolin ve arginin renk artışı sağladığı halde, batokromik kayma meydana getirmediği saptanmıştır (Asen vd. 1972). Ayrıca pürinlerin de etkili kopigmentler olduğu gözlemlenmiştir (Brouillard vd. 1991).

Kopigmentasyon etkisi güçlü olan ferulik asit, sinapik asit ve kafeik asit şekil 2.5’te verilmiştir.

Şekil 2.5 Güçlü kopigmentasyon etkisine sahip fenolik asitler

Kopigmentasyon üzerine yapılan çalışmaların tümünde kofaktör olarak monomerik bileşenler üzerine odaklanılmıştır. Polimerik fenollerden olan tanenlerin kopigmentasyona etkileri, monomerik bileşenlere oranla daha az önem taşımaktadır.

COOH H3CO

O H H3CO

COOH H3CO

O H

COOH O

H O H

Sinapik asit Ferulik asit Kafeik asit

(29)

17

Monomerik fenoller, kopigmentasyondan kaynaklanan rengin %95’inde rol oynamakta ve %5’inden daha az bir kısmında ise, dimerler ve tanenlerin rol oynadığı düşünülmektedir (Doymaz vd. 1998, Boulton 2001). Diğer taraftan, çoklu fenolik ünitelerden oluşan kopigmentlerin, geometrik esnekliği ve pigment ile kopigment arasındaki moleküler etkileşimlerin daha fazla olma olanağından dolayı, basit yapıdakilere göre kopigmentasyonda daha etkili olduğu belirtilmiştir (Trouillas vd.

2016). Örneğin kateşin dimerleri (kondense tanenler), kateşinlere göre daha iyi kopigment özelliği göstermektedir (Cruz vd. 2010). Ayrıca, gallotanenlerin malvidin ile gösterdiği kopigmentasyon etkileşimleri, gallik asidin malvidin ile olan etkileşimine göre stabilitenin artırılmasında daha etkili olmuştur (Mistry vd. 1991).

Meyveler ve üzümsü meyveler yüksek miktarlarda serbest fenolik asit içermemesine rağmen, bitkilerin yapısında bulunan serbest fenolikler potansiyel kopigmentler olarak düşünülmektedir (Gao ve Mazza 1994, Rein 2005). Örneğin; yaban mersinlerinde (blueberry) önemli miktarda klorojenik asit bulunmasına rağmen (200–1000 mg/kg taze meyve) (Gao ve Mazza 1994, Skrede vd. 2000), daha düşük düzeylerde olmak üzere ferulik asit ve kumarik asit olduğu da saptanmıştır (Mattila vd. 2004). Raspberry (ahududu) ve çileklerde ise, serbest asit olarak sadece klorojenik asite rastlanmıştır (Mattila ve Kumpulainen 2002).

Şarap yapımında kullanılan bazı kırmızı üzüm türlerinde kofaktör (kopigment) yetersiz düzeyde bulunduğundan fermantasyondan önce şaraplık üzümlere kofaktörce zengin olan beyaz üzüm türlerinden eklenmesi ile şarap kofaktörce zenginleştirilebilmektedir (Boulton 2001). Porto şarabına beyaz üzüm kabuğu ekstraktı eklenmesi sonucunda, kopigmentasyona bağlı olarak renkte artış gözlenmiştir (Timberlake 1981). Bununla birlikte, fazla düzeyde ekleme yapılması durumunda; beyaz üzüm kabuğu ve posası, antosiyaninleri adsorbe ederek rengin azalmasına neden olmaktadır. Ayrıca kofaktör açısından yeterli olan kırmızı üzüm türlerinde bu işlemin yapılması veya kofaktör açısından fakir olan beyaz üzüm türlerinin kullanılması gereksiz bir işlem olacağından, bu durumun göz önünde bulundurulması gerekmektedir (Boulton 2001).

(30)

18

Gallik asit: Gallik asit (3,4,5-trihidroksibenzoik asit), çay yaprağı, yeşil çay, üzüm ve üzümsü meyveler ile bitkilerde serbest ya da bağlı halde doğal olarak bulunan bir trifenoldür (De Beer vd. 2003, Shahidi ve Naczk 2004, Olga vd. 2015). Metanol ve etanol gibi çözücülerde çözünürlüğü daha iyi olsa da suda da çözünürlük göstermektedir (Daneshfar vd. 2008). Gallik asit, antioksidan özelliğe sahip olmasının yanında antidiyabetik, antimikrobiyel ve antikarsinojen özellik de göstermektedir (Yilmaz ve Toledo 2004a, Yang vd. 2006, Latha ve Daisy 2011, Verma vd. 2013, Olga vd. 2015).

Sağlıklı hücrelere zarar vermeksizin tümör hücrelerine karşı seçici bir sitotoksisiteye sahip olan gallik asit, serbest radikalleri süpürerek hücreleri UV-B ya da iyonize irradyasyonun etkilerine karşı korumaktadır (Fozary vd. 2009, Locatelli vd. 2013).

Gallik asidin kimyasal yapısı şekil 2.6’da verilmiştir.

OH O

H

OH

O OH

Şekil 2.6 Gallik asit

Gallik asidin antosiyaninler ile etkileşiminin renk yoğunluğu ve stabilitesini artırdığı bilinmektedir (Sun vd. 2010, Kopjar ve Pilizota 2009). Sun vd. (2010) tarafından yapılan çalışmada, gallik asit ve Cy-3-glu arasında %9.6 hiperkromik etki ve 1.5 nm batokromik kayma saptanırken, Cy-3-soph ile kopigmentasyonunda ise %8.3 hiperkromik etki ve 2.1 nm batokromik kayma tespit edilmiştir. Kopjar ve Pilizota (2009) tarafından yapılan çalışmada ise kırmızı frenk üzümü (red currant) suyuna eklenen gallik asit, 4°C’de depolanan meyve sularında antosiyaninlerin yarılanma sürelerinin 1.9–2.4 kat artmasına neden olmuştur.

Gül yaprağı: Isparta gülü (Rosa damascena Mill.) ya da diğer adıyla yağ gülü; Isparta, Afyon, Burdur ve Denizli yörelerinde yoğun olarak üretilmektedir (Baydar 2006).

(31)

19

Uçucu yağlar açısından zengin olan Isparta gülü sahip olduğu fenolik bileşenler ile de antimikrobiyel ve antioksidan özellik göstermektedir (Aridoğan vd. 2002). Gül yaprağı, kuersetin ile kampferol ve flavan 3-ol yapısındaki fenolik bileşikleri içermektedir (Velioğlu 1990). Kuersetin ve kampferol’ün temel yapısı şekil 2.7’de verilmiştir.

Shikov vd. (2008), gül yaprağı (Rosa damascena Mill.) ekstraktının çilek antosiyaninlerinin ısıl stabilitesine etkisini araştırmış ve gül yaprağı polifenollerinin antosiyaninlerin 85°C’deki termal degradasyonunu azalttığını saptamışlardır. Gül yaprağında, 3-O-glikozit ve kuersetin 3-O-galaktozit’in en fazla bulunan fenolik bileşikler olduğu saptanmıştır (Shikov vd. 2008).

O H

OH O

OH

OH R

O

Şekil 2.7 Kuersetin ve kampferol’ün temel yapısı (Kuersetin: R=OH, Kampferol: R=H)

Kiraz sapı (Stipites cerasorum): Kiraz (Prunus avium L.) sapı, halk arasında idrar söktürücü (diüretik) olarak bilinmekte ve suda kaynatılarak suyu tüketilmektedir (Baytop 1999). Sağlık üzerine etkilerinden dolayı değerli bir bitkisel atık olan kiraz sapı kurutulmuş halde ambalajlanarak satılmaktadır (Yaman 2012). Hooman vd. (2009) tarafından yapılan çalışmada, toz haldeki kiraz sapının diüretik etkiye sahip olduğu tespit edilmiştir. Ayrıca kiraz sapı ekstraktının ödemi etkili bir biçimde önlediği de belirlenmiştir (Blazso ve Gabor 1994). Kiraz sapında en fazla ferulik asit ve pirogallol olduğu saptanmıştır (Bursal vd. 2013). Bu amaçla toz haldeki kiraz sapının su ve etanol ile ekstraktı hazırlanmış ve her iki ekstrakttaki başlıca fenolik bileşenlerin ferulik asit (220.4–231.5 mg kg–1) ve pirogallol (261.1–262.0 mg kg–1) olduğu ve bunu da gallik asit, p-kumarik asit, p-hidroksibenzoik asidin izlediği belirlenmiştir. Antioksidan özelliğe sahip olan bu fenolik bileşiklerin yanı sıra kiraz sapının askorbik asit içerdiği de saptanmıştır (Bursal vd. 2013).

(32)

20

Nar kabuğu: Narın (Punica granatum L.) toplam ağırlığının yaklaşık %52’si yenilebilir kısım iken %48’ini kabuk oluşturmaktadır (Zarei vd. 2011). Nar kabuğu antibakteriyal, antialerjik ve antiinflamatuvar özellikleriyle dikkat çeken bir meyve suyu endüstrisi atığıdır (Panichayupakaranant vd. 2010). Nar kabuğu yüksek oranda fenolik bileşen içermekle birlikte, bunun %80.3’ünü punikalajinler oluştururken %19.7’sini elajik asit ve türevleri oluşturmaktadır (Çam vd. 2014). Elajik asit, α-punikalajin ve β- punikalajin şekil 2.8’de verilmiştir. Bu bileşenler ile yüksek antioksidan aktiviteye sahip olmasının yanısıra nar kabuğunun LDL oksidasyonunu inhibe ederek aterosklerozu önleyici etkisinin bulunduğu önerilmektedir (Li vd. 2006).

Şekil 2.8 Nar kabuğunun içerdiği başat fenolik bileşikler

Singh vd. (2002) tarafından yapılan çalışmada, nar kabuğundan metanol, aseton ve su ile fenolik bileşikler ekstrakte edilmiş ve en fazla fenolik bileşiğin metanol ile ekstrakte edilebildiği belirlenmiştir. Çam ve Hışıl (2010) ise yüksek basınçlı suyla yapılan ekstraksiyonun ile organik solventler ile yapılan ekstraksiyona benzer verimlilik gösterdiğini saptamışlardır. Bu çalışmada, nar kabuğunun temel fenolik bileşiklerinin;

β-punikalajin α-punikalajin

Elajik asit

(33)

21

gallik asit, α-punikalajin, β-punikalajin, gallik asit, elajik asit ve türevleri ile punikalin ve punikalajin türevleri olduğu belirlenmiştir. Fischer vd. (2011), nar kabuğunun toplam fenolik madde içeriğini 44.71 g kg–1 kuru ağırlık olduğunu bildirmişlerdir. Bunun büyük çoğunluğunu hidrolize olabilen tanenlerin (%98) oluşturduğunu ve geri kalan %1’lik kısmın ise antosiyaninlerden oluştuğunu saptamışlardır.

Vişne sapı: Vişne sapı da kiraz sapı gibi halk arasında idrar söktürücü ve ödem arttırıcı olarak bilinmektedir (Güneş ve Özhatay 2011). Suda kaynatılarak hazırlanan vişne sapı çayı, kabızlığı gidermede etkilidir (Uzun vd. 2004). Yüksek oranda fenolik bileşen içeren vişne sapının fenolik dağılımına ilişkin sınırlı sayıda çalışma yer almaktadır.

Ginja vişne çeşidinin sapından farklı çözgenler (aseton, etanol, etil asetat ve 2- propanolün %70’lik (v/v) çözeltileri ile su) kullanılarak elde edilen ekstraktların fenolik içeriğinin büyük bir kısmını (+) kateşinlerin oluşturduğu belirlenmiştir (Demiray vd.

2011). Fenolik madde ekstraksiyonunun (1113 µg g–1 kuru ağırlık) en fazla %70’lik etil asetat çözeltisi ile gerçekleştiği saptanmıştır. Su ile yapılan ekstraksiyonda (517.3 µg g–1 kuru ağırlık) ise, (+) kateşinden sonra en fazla bulunan bileşenler sırasıyla ferulik asit (129.2 µg g–1), parakumarik asit (63.5 µg g–1) ve protokateşik asittir (37.9 µg g–1).

Yeşil çay: Yeşil çay (Camellia sinensis L.), polifenol bileşenleri oksidasyona uğratılmadan çay yapraklarının dehidretasyonu ile elde edildiğinden yüksek düzeyde monomerik polifenol içeriğine sahiptir. Yeşil çayın kuru maddesinin %30–36’sını fenolik bileşenler, %15–19’unu amino asit ve proteinler, %13’ünü de polisakkaritler oluşturmaktadır (Tosun ve Karadeniz 2005). Fenolik içeriğinin büyük çoğunluğunu kateşinler oluşturmaktadır. Yeşil çayda bulunan 4 temel kateşin bileşiği; epikateşin (EK), epigallokateşin (EGK), epikateşin gallat (EKG), epigallokateşin gallat’tır (EGKG) (Cabrera vd. 2006). Bunların yeşil çaydaki konsantrasyonları EGKG > EGK >

EKG > EK şeklinde sıralanmaktadır (El-Shahawi vd. 2012). Bu dört bileşiğin yapısı şekil 2.9’da verilmiştir. Çaydaki kateşinlerin yaklaşık %60’ını EGKG (51.1–52.7 mg/g) oluşturmaktadır (McKay ve Blumberg 2002, Cabrera vd. 2006). Öztürk vd. (2016) tarafından yapılan çalışmada, ülkemizde yetişen yeşil çaylarının EGKG (6.10–6.74 g/100 g), EGK (1.15–1.26 g/100 g), EKG (0.61–0.73 g/100 g) ve EK (0.20–0.24 g/100 g) içerdiği saptanmıştır. Yeşil çayda kateşinlerden sonra gelen önemli bir fenolik

Şekil

Updating...

Referanslar

Benzer konular :