Selcuk Journal of Agriculture and Food Sciences
Selçuk Tarım ve Gıda Bilimleri Dergisi
41 B Asma Anacına In Vivo Kolhisin Uygulamalarının Morfolojik ve Sitolojik
Etkileri
Zeki KARA*, Osman DOĞAN, Kevser YAZAR, Ali SABIR
Selçuk Üniversitesi, Ziraat Fakültesi, Bahçe Bitkileri Bölümü, Konya, Türkiye
MAKALE BİLGİSİ ÖZET
Makale geçmişi: Geliş tarihi: 26.07.2017 Kabul tarihi: 09.11.2017
Ekonomik olarak çok geniş bir alanda yapılan bağcılık, filoksera zararlısının geniş alanlara yayılması nedeniyle neredeyse anaç kullanılmadan yapılamaz hale gelmiş-tir. Mevcut asma anaçları sektörün gereksinimlerini tam olarak karşılayamadığından anaç ıslahı da süreklilik arz etmektedir. Bu maksatla vegetasyon süresi daha kısa, biyotik ve abiyotik stress koşullarına daha dayanıklı anaçların geliştirilmesine çalışılmaktadır. Bağcılıkta tetraploid üzüm çeşitlerinin yanısıra anaçların da gelişti-rilmesi son yıllarda daha yoğun ilgi çekmektedir. Bu çalışmada, 41B anacına ait tek göz çelikleri serada köklendirilip hızlı büyümeye geçtikleri dönemde farklı süre (24, 48, 72 ve 96 saat) ve dozlarda (%0.1, %0.3, %0.5, %0.7, %0.9 ve %1.1) kolhisin uygulamalarının ploidiyi teşvike yönelik etkileri incelenmiştir. Kolhisin doz ve uygulama sürelerine göre morfolojik değişikliklere neden olmuştur. Stoma boyu, stoma genişliği ve stoma alanında artış, stoma sayısında ise azalma tespit edilmiştir. Ancak flow sitometri (FC) analizlerinde sitolojik değişiklik tespit edilememiştir. Sonuçta, 41B tek göz çeliklerinden gelen sürgünlere farklı doz ve uygulama sürele-riyle yapılan kolhisin uygulamalarından toplam 240 adet materyalin FC analizine göre mitotic autopolyploid bitkilere ulaşılamadağı anlaşılmıştır. 41B asma anacında kolhisinle polyploidi teşvikine yönelik tam mutasyon frekansının bu çalışmadan elde edilen bulgulara göre 1/240’den daha düşüktür. Bununla birlikte kolhisinle muamele edilmiş materyalde tespit edilen önemli morfolojik farklılıklar ve FC analizlerindeki sınırlı varyasyon nedeniyle materyalin bundan sonraki sürecinin takip etmek üzere araziye aktarılarak izlenmektedir.
Anahtar Kelimeler: Asma anacı Poliploidi Kimyasal mutasyon Stoma Flow sitometri
Morphological and Cytological Effects of In Vivo Colchicine Applications to
41B Rootstocks
ARTICLE INFO ABSRACT
Article history:
Received date: 26.07.2017 Accepted date: 09.11.2017
Economically, vineyard has been cultivated in a very wide area and has become almost impossible to sustainable without grape rootstock because phylloxera pests have spread to globally. Since the existing suspended rootstocks cannot fully meet the requirements of the industry, rootstock breeding is also continuous. For this purpose, it is attempted to develop new rootstocks that are shorter in vegetation duration, more resistant to biotic and abiotic stress conditions. The development of tetraploid grape varieties as well as rootstocks in viticulture has attracted more interest in recent years. In this study, 41B rootstock was treated with colchicine applications (0.1%, 0.3%, 0.5%, 0.7%, 0.9% and 1.1%) at different times (24, 48, 72 and 96 hours) to induce ploidy at the beginning of the fast-growing period rooted single node cuttings and the effects of the treatments have been examined. Colchi-cine caused morphological changes according to dose and application time. While the number of stoma was decreased, stoma size, stoma width and stoma area were increased. On the other hand, no cytological changes were detected in flow cyto-metry (FC) assays. As a result, it has been understood that the shoots from 41B single nods cannot reach mitotic autopolyploid plants according to the FC analysis of a total of 240 materials from colchicine applications with different doses and application times. The exact frequency of colchicine-induced polyploidy induction in the 41B grape rootstock is less than 1 / 240th of that obtained from this study. However, due to the significant morphological differences detected in the colchici-ne treated material and limited variation in the FC analysis, the material is monito-red by transferring to open are to follow the subsequent process.
Keywords: Grape rootstock Poliploidy Chemical mutattion Stoma Flow cytometry
*
1. Giriş
Ekonomik olarak tüm dünyada önemi olan bağcılık sektörünün büyüklüğü Faostat (2017) verilerine göre 7124512 ha alan ve 74499859 ton üzüm üretimi şek-lindedir. 12.6 milyon tonluk üretimle Çin ilk sırayı alırken, Türkiye, 4.2 milyon ton üretimle 6. sırada yer almaktadır. Bağcılığını sürdürülebilmesi için ekolojik koşullara uyumlu, filoksera ve öteki biyotik ve abiyotik stres faktörlerine dayanıklı üzüm çeşitleri ve asma anaçlarıyla bağ tesislerimizin sürekli yenilenme gereği vardır (Kara ve ark. 2016).
41B asma anacı, üzerine aşılanan çeşitlerin meyve bağlama ve veriminin yüksek, vegetatif periyodunun kısa, kireçli topraklara dayanımının iyi olması nedeniy-le vegetasyon süresi sınırlı, kireç sorunu olan alanlarda hemen hemen vazgeçilmez anaç olarak kullanılmakta-dır (Kara ve ark. 2005).
Bazı doğal veya uyarılmış makro mutasyonlar (bit-kilerdeki poliploidler) istenmeyen faktörlere karşı di-renç ve yüksek verimliliğe neden olabilmektedir (Ein-set ve Pratt 1981). Ploiploidi sebep ve sonuçlarının izahı son yüzyılda farklı araştırmaların konusu olmuş (Soltis ve Soltis 2009; Wolfe 2001; Osborn ve ark. 2003; Yang ve ark. 2011; Ramsey ve Ramsey 2014); bu çalışmalar, sınıflandırma, frekans, köken mekaniz-maları ve antik polipoid olayların yanı sıra ekolojik, genetik ve evrimsel sonuçlarını içeren poliploidinin farklı yönleri hakkında geniş bir bilgi yelpazededir.
‘Kyoho’ üzüm çeşidine anaç olarak autotetraploid ‘Gloire’ ve ‘3309’’un kullanılmasıyla tanede renklen-menin daha iyi olduğu (Motosugi ve ark., 2007), ploidi seviyesi arttırılmış anaçlarda filokseraya dayanımın da arttığı bildirilmiştir (Motosugi ve ark., 2002b).
Kolhisin, çok sayıda çalışmada tetraploid bitki elde edilmesinde kullanılmıştır (Yamane ve Kuruiharı 1980; Motosugi ve ark. 2002a; Aihong ve ark. 2005; Yang ve ark. 2006; Chang ve ark. 2010; Sisnski ve ark. 2014). Bununla birlikte poliploidiyi uyarma, eksplant tipi, ortam, mitozu önleyen etken, uygulama süresi ve dozu (Dhooghe ve ark. 2011) gibi çok sayıda değişkene bağlıdır. Bazı çalışmalarda morfolojik olarak farklılık-ların belirlendği bildirilmekle birlikte, tetraploid bitki-lerin çok az veya hiç elde edilediği çalışmaların bu-lunması (Bilir 2010; Kuksova ve ark. 1997) katlamanın zor ve uzun bir süreç gerektirdiğini göstermektedir.
Bu çalışmada, 41B asma anacına farklı doz ve süre-lerde kolhisinin uygulamalarının mitotik mutasyondaki başarısı morfolojik ve sitolojik incelemelerle araştırıl-mıştır.
2. Materyal ve Yöntem
Çalışma Selçuk Üniversitesi, Ziraat Fakültesi Bahçe Bitkileri Bölümü’nde yürütülmüştür. Çalışmada, Colc-hicum automnale L. köklerinden elde edilen kolhisin (C22H25O6) alkoloid kimyasal mutagen olarak
kulla-nıl-mıştır. Denemede kullanılan bitkisel materyal 41B [Chasselas (Vitis vinifera L.) x (Vitis berlandieri Planch.)] anacının cam serada, köklendirme ortamında köklendirildirilmiş tek göz çelikleri kullanılmıştır. Uygulamalar hızlı sürgün büyümesi döneminin başında %0.1, %0.3, %0.5, %0.7, %0.9 ve %1.1’lik kolhisin ve kolhisin + gliserin (%5) uygulaması 24, 48, 72 ve 96 saat süreyle sürgün ucuna pamukla emdirme yoluyla uygulammıştır. Deneme tesadüf parselleri deneme desenine göre 3 tekerrürlü olarak düzenlenmiş olup her tekerrürde 10 bitki olmak üzere her uygulamada 30 adet örnek kullanılmıştır. Kolhisinin morfolojik deği-şime etkileri sürgün ucu kuruma oranı ve sürgün bü-yümesine (uzunluk ve çap) etkileri belirlenmiştir. Sto-ma boyutları (uzunluk, genişlik, alan ve yoğunluk)’nı saptamak amacıyla, olgun yaprakların 3 ayrı bölgesin-den tırnak cilası ile kalıba dökülen stoma örneklerinin boyutları binoküler (10 x 40 büyüteli) mikroskop altın-da incelenmiştir. Ayrıca yapılan morfolojik tespitlerde farklılık görülen 240 adet örneğin FC analizleri yapıl-mış, DNA miktarları hesaplanmıştır. Elde edilen sayı-sal değerler SPSS 17.0 ve JMP istatistik programların-da Student’s t-test ile 0.05 önem seviyesinde karşılaştı-rılmıştır.
3. Sonuç ve Tartışma
3.1. Sürgün ucu kuruma oranı
Kolhisin uygulamaları sürgün ucunda kurumaya neden olmuştur (p<0.05, Şekil 1). En yüksek 96 saat %1.1’lik kolhisin uygulamasında (%50.00 ± 7.00) belirlenmiştir. Kolhisin doz ve uygulama sürelerinin canlılık oranına etkileri arasındaki interaksiyon pozitif yönde önemli olup uygulama sürelerine göre sırasıyla r = 0.75, r = 0. 51, r = 0.77 ve r = 0.82 olarak farklı dü-zeylerdedir.
Bilir (2010), kolhisin uygulamalarında en yüksek canlılık oranını %0.5’lik dozdan elde etmiş (%88.9), %1’lik kolhisinin tüm uygulama sürelerinde sürgün uçlarının kuruduğunu bildirmiş, uygulama süre artışıy-la canlılık oranında düşüş saptamıştır.
Şekil 1
3.2. Sürgün uzunluğu
Uygulamaların sürgün uzunluğuna etkileri önemli-dir (p<0.05, Şekil 2). Kontrolün sürgün boyu 5.16 ± 1.57 cm olarak saptanmış olup, en düşük sürgün uzun-luğu 96 saat %1.1’lik kolhisin uygulananlardan (2.10 ± 0.45 cm) alınmıştır. Kolhisin dozu ve uygulama süresi artışının sürgün uzunluğuna etkileri negatif yönde sırasıyla r = -0.71, r = -0.91, r = r = -0.74, ve -0.81; farklı değerlerdedir.
Bu çalıma sonuçlarına benzer şekilde, Motosugi ve ark. (2002a), köklendirme ortamına konulan tetraploid bitkilerin diploidlere göre köklerinin daha kısa, Gloire ve St George anacının tetraploid olanlarında ise sür-günlerin diploidlere göre daha kısa olduğunu saptamış-lardır. Yine Motosugi ve ark. (2007), tetraploid anaç sürgünlerinin diploidlere göre daha zayıf, daha kalın ve yüksek yaprak ağırlığı tespit etmişlerdir. Bilir (2010) kolhisin doz ve süre artışıyla sürgün uzunluğunda kı-salma bildirmiştir.
Şekil 2
Sürgün uzunluğuna etkiler 3.3. Sürgün çapı
Sürgün çaplarındaki etkiler önemsiz düzeydedir. Sürgün çapı, 96 saat %0.7’lik kolhisin uygulamasında 2.44±0.30 mm ile 96 saat %0.3’lik uygulamada 1.90 ± 0.30 mm olarak tespit edilmiştir.
Motosugi ve ark. (2007), tetraploid anaçlar üzerine aşılanan Kyoho (4n) asmalarında gövde çapı ve çubuk ağırlığı değerlerinin daha düşük olduğunu saptamışlar-dır.
3.4. Stoma uzunluğu
Yapılan kolhisin uygulamalarının stoma uzunluğu-na etkileri önemlidir (p<0.05, Şekil 3). Kontrolde sto-ma uzunluğu 26.33 ± 0.63 µm ile en küçük olup 96 saat %0.9’luk kolhisin uygulamasında 29.47 ± 0.98 µm ile en uzun stoma belirlenmiştir. Standart sapma 72 saat %0.1’lik kolhisin uygulamasında (27.85 ± 1.66 µm) en fazla bulunmuştur. Uygulama süreleri ve kolhisin kon-santrasyonunun stoma uzunluğu arasındaki kolerasyon katsayıları sırasıyla r = 0.92, r = 0.09, r = 0.53 ve r = 0.54 olarak hesaplanmış olup doz ve uygulama süresi artışı stoma uzunluğunu 24 saatlik uygulama dışında
düşük düzeyde ve tüm sürelerde pozitif yönde etkile-miştir.
Önceki çalışmalarda, diploid ve tetraploid bitkilerin yaprak stoma parametreleri arasında önemli farklılıklar belirlenmiş (Jun ve ark. 2009; Yang ve ark. 2006; Xie ve ark. 2015); tetraploid ‘Neo Muskat’ yapraklarının morfolojik yapısı, diploid orijinlerinden farklı olduğu, stoma hücre iriliği ve birim olana düşen stoma sayının diploid orijinlerinden %40 daha az olduğu bildirmiştir (Yamane ve Kurihara 1980).
Şekil 3
Stoma uzunluğuna etkiler 3.5. Stoma genişliği
Uygulamalarının stoma genişliğine etkileri önemli-dir (p<0.05, Şekil 4). Kontrolün stoma genişliği 17.00 ± 0.22 µm ile en düşük düzeydedir. 24 saat süreyle %1.1’lik kolhisin uygulamasında 20.02 ± 2.38 µm stoma genişliği en yüksektir. Uygulama süreleri ve kolhisin konsantrasyonunun stoma genişliğine etkileri pozitif yönde (sırasıyla r = 0.89, r = 0.15, r = 0.43 ve r = 0.62) olmakla birlikte uygulama süresine göre olduk-ça farklı düzeydedir.
Önceki çalışmalarda etraploid yaprakların diploid-lere göre daha geniş stomalara sahip olduğu belirlen-miştir (Motosugi ve ark., 2002a; Jun ve ark., 2009).
Şekil 4
3.6 Stoma alanı
Kolhisin uygulamaları stoma alanını önemli ölçüde (p<0.05, Şekil 5) etkilemiştir. 96 saat %0.9’luk kolhisin uygulamasından en büyük (589.52 ± 28.16 µm2), kont-rolde (451.35 ± 11.01 µm2) en küçük stoma alanı değe-ri tespit edilmiştir. Uygulama süreledeğe-ri ve kolhisin kon-santrasyonunun stoma alanına etkileri pozitif yönde sırasıyla r = 0.90, r =0.15, r =0.48 ve r =0.58, uygulama süresine göre farklı değerlerde belirlenmiştir.
Birçok araştırmada da kolhisin doz artışına bağlı stoma alanındada olduğu bildirilmiştir (Yang ve ark. 2006; Chen ve ark. 2014; Sinski ve ark. 2014; Xie ve ark. 2015).
Şekil 5
Stoma alanına etkiler 3.7. Stoma sayısı
Kolhisin uygulamaları stoma sayısında önemli aza-lışa neden olmuştur (p<0.05, Şekil 6). En yüksek stoma sayısı 48 saat %0.9 kolhisin uygulamasında (550.45±21.54 adet mm-2), en düşük stoma sayısı ise 96 saat %0.9’luk kolhisin uygulamasından elde edil-miştir (410.57 ± 32.24 adet mm-2). Doz ve süre artışı-nın stoma sayısına etkileri negatif yönde olup koleras-yon değerleri sırasıyla r = -0.78, r = -0.03, r = -0.34 ve r = -0.34 ancak uygulama sürelerine göre farklı değer-lerdedir.
Bilir (2010), kolhisin uygulamalarının doz artışına bağlı olarak stoma sayısında azalmaya, stoma genişliği ve uzunluğunda da artışa neden olduğu bildirmiştir.
Şekil 6
Stoma sayılarına etkiler
3.8. Flow sitometri (FC)
FC analizlerinde yapılan uygulamarın hiçbirinde ploidi seviyesi değişmemiştir. Kontrol bitkinin (2n) piki 200 civarında olurken diploid bitkilerin piki 100 civarındadır (Şekil 7). Kolhisin uygulanan tek göz çeliklerinin FC analizleriyle elde edilen DNA miktarla-rı (pg) arasında fark önemsizdir. FC ölçümünde kontro-lün DNA miktarı 1.028±0.093 pg olarak belirlenirken en yüksek değer 1.104±0.057 pg ile 24 saat %0.5’lik kolhisin uygulamasından elde edilmiş, en düşük değer ise 0.985±0.005 pg ile 72 saat %0.3’lik kolhisin uygu-lamasında belirlenmiştir.
Önceki çalışmalarda FC analizleri ile ploidi seviye-leri belirlenmiştir (Bessho ve ark. 1999; Yang ve ark. 2006; Dhooghe ve ark. 2011; Acanda ve ark. 2013). FC ve mikrosatellit analizleri ile altı önemli İspanyol üzüm çeşidinden (Vitis vinifera L.) elde edilen bitkilerin somatik embriyogenesisle ismine doğruluğu test edil-miştir. ‘Merenzao’ dışında test edilen çeşitlerde tetrap-loit bitkilerin elde edildiği, ‘Albarin˜o’ çeşidinden oktoploid bir bitki ve ‘Torronte´s’ çeşidinden de mik-soploid iki bitki eldilmiştir (Prado ve ark. 2010). ‘Campbell Early’ (Vitis labruscana) sürgün uçlarından gelişen 3 genç bitkide farklı ploidi seviyeleri FC yön-temiyle belirlenmiştir (Noh ve ark., 2010).
Şekil 7
Diploid 41 B (üstteki şekil) ve kotrol (domates) (alttaki şekil en uzun pik) bitkisi + kolhisin uygulanan 41 B anacınının (alttaki şekil ikinci uzun pik) FC sonuçları
4. Sonuç
Poliploidi son yüzyılda yaygın bir şekilde çalışılan ve bitkilerdeki çeşitliliğin oluşturulmasında ve adap-tasyonun sağlanmasında en önemli mekanizmalarından birisidir. Doğal popülasyonlarda gözlenen poliploidinin bazı sonuçları bitki ıslahında yapay poliploidinin uygu-lanmasında bir araç olarak ıslahçıların dikkatini çekmiş ve çeşitli bitki türlerinde poliploidinin teşviki için farklı protokoller geliştirilmiştir (Satler ve ark. 2016).
Kromozom sayımı ve FC poliploidi düzey analizi için doğru yöntem olduğunu, iki yöntemin sonuçları arasında anlamlı bir korelasyon bulunduğu ve bazı kromozom katlama çalışmalarının miksoploidlere ne-den olduğu rapor edilmiştir (Thao ve ark. 2003; Eeck-haut ve ark. 2004; Chauvin ve ark. 2005; Allum ve ark. 2007; Zhang ve ark. 2010).
Kolhisin ve orizalin gibi kimyasallar kullanılarak sürgün ucu ve somatik embriyolardan elde edilen çe-kirdeksiz üzüm çeşitlerinde in vitro autotepraploidiyi etkileyen faktörlerin kapsamlı optimizasyonu sunul-muş, rejenerantlardaki DNA içeriği ile ilişkili ve ayrıca ön poliploid eliminasyonu için etkili olduğu belirlen-miştir (Sinski ve ark. 2014).
Son zamanlarda teşvikle elde edilen poliploid form-ların gerekli piyasa özelliklerine henüz ulaşamadığı, ancak ıslah çalışmalarında uygulama için değerli germplazma kaynaklarını oluşturdukları rapor edilmiş-tir (Sattler ve ark. 2016).
Bu çalışmada kullanılan kolhisin doz ve sürelerinin önceki çalışmalarda (Dasp ve Mukherjes 1967; Rasso-ulli ve Mahmoodzadeh 2005; Rasuli ve Sotudeh 2007; Chen ve ark. 2014) kromozom katlamada etkili olduk-larının bildirilmesine rağmen tarafımızdan yapılan uygulamalarda tam poliploid bitki elde edilememiştir. Bununla birlikte kolhisinle muamele edilmiş materyal-de tespit edilen önemli morfolojik farklılıklar ve FC analizlerindeki sınırlı varyasyon materyalin bundan sonraki sürecinin takibi konusunda cesaret vermekte-dir. Uygulama yapılan bitkiler takip edilmek ve polip-loidi çalışmalarında tekrar kullanılmak üzere araziye aktarılarak izlenmektedir.
5. Teşekkür
Bu çalışmaya 2016-ÖYP-037 nolu proje ile destek-lerinden dolayı Selçuk Üniversitesi Öğretim Üyesi Yetiştirme Fonu’na, FC analizleri konusunda destekleri için Namık Kemal Üniversitesi Ziraat Fakültesi Tarla Bitkileri Bölümü Öğretim Üyesi Prof. Dr. Metin Tu-na’ya teşekkür ederiz.
6. Kaynaklar
Acanda Y, Prado MJ, González MV ve Rey M. (2013). Somatic embryogenesis from stamen filaments in grapevine (Vitis vinifera L. cv. Mencía): changes in ploidy level and nuclear DNA content. In Vitro
Cellu-lar & Developmental Biology-Plant 49(3): 276-284.
Aihong M, Shengjian Z, Zijuan G, Xinzhong Z ve He Z. (2006) Advances in Research of Grape Tetrap-loid Induced with Colchicines. Chinese Agricultural Science Bulletin 1: 068.
Allum J, Bringloe D ve Roberts A. (2007). Chro-mosome doubling in a Rosa rugosa Thunb. hybrid by exposure of in vitro nodes to oryzalin: the ef-fects of node length, oryzalin concentration and exposure time. Plant cell reports 26(11): 1977-1984.
Bessho H, Miyake M ve Kondo M. (1999). Grape breeding in Yamanashi, Japan-present and future. Eucarpia symposium on Fruit Breeding and Gene-tics 538: 493-496.
Bilir EH. (2010). Trakya ilkeren ve flama seedless üzüm çeşitlerinde Co60 ve kolhisin kullanılarak mu-tasyon ve poliploidi oluşturma olanakları, Çu-kurova Üniversitesi, Adana, 152.
Chang YY, Ji X, Zhu JL ve Hao Y. (2010). Polyp-loidy induction of mutation by using colchicine on tube seedlings of Victoria Grape. In X International Confe-rence on Grapevine Breeding and Genetics 1046: 265-270.
Chauvin J, Label A ve Kermarrec M. (2005). In vit-ro chromosome-doubling in tulip (Tulipa gesneriana L.). The Journal of Horticultural Science and Bio-tech-nology 80(6): 693-698.
Chen J, Tang X, Ma X, Zhao Q ve Dong Z. (2014). Generation of a new polyploid grape cultivar by using hybrid seeds induced with colchicine. Acta horticultu-rae 251-258.
Dasp K ve Mukherjes K. (1967) Induction of Auto-tetraploidy in Grapes, Indian Journal of Genetics and Plant Breeding 271(): 107-116.
Dhooghe E, Van Laere K, Eeckhaut T, Leus L ve Van Huylenbroeck J. (2011). Mitotic chromosome do-ubling of plant tissues in vitro. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 104 (3): 359-373.
Eeckhaut TG, Werbrouck SP, Leus LW, Van Bocks-taele EJ ve Debergh PC. (2004). Chemically indu-ced polyploidization in Spathiphyllum wallisii Re-gel through somatic embryogenesis. Plant Cell, Tis-sue and Organ Culture 78(3): 241-246.
Einset J ve Pratt SH. (1981). Selektsiya plodovykh rastenii (Breeding of Fruit-Bearing Plants), Mos-cow: Kolos.
Faostat. (2017). http://faostat.fao.org/ (Erişim tarihi: 23.07.2017).
Jun C, XiaoPing T, XiaoHe M, QiFeng Z, FuQing L. (2009). Identification of the ploidy structure of bud sport of Red Globe grape cultivar. Journal of Fruit Science 26(5): 619-622.
Kara Z, Demirhan Y, Yücel NK. (2005). Tepe alma ve Giberellik Asit uygulamalarının razakı üzüm çeşidi
ile 5BB ve 41 B asma anaçlarında bazı yaprak ka-rak-terlerine etkileri. Türkiye 6. Bağcılık Sempoz-yumu 18-23 Eylül 2005 Tekirdağ, Bildiriler 2: 375-382.
Kara Z, Sabır A, Yazar K, Akçay A. (2016). Kli-noptilolitik mikronize zeolit uygulamalarının asma anacı fidanlarının vegetatif gelişme ve kalitesine et-kileri. Selçuk Tarım Bilimleri Dergisi 3(2): 253-260.
Kuksova VB, Piven NM, Gleba YY. (1997). So-maclonal variation and in vitro induced mutagene-sis ın grapevine. Plant Cell, Tissue and Organ Cul-ture 49(1): 17-27.
Motosugi H, Naruno T, Komazaki S, Yamada M. (2002b). Resistance of autotetraploids of grapevine rootstock cultivars to phylloxera (Daktulosphaira vitifoliae FITCH). Vitis - Journal of Grapevine Re-search 41(2): 103.
Motosugi H, Okudo K, Kataoka D, Naruo T. (2002a). Comparison of growth characteristics between dip-loid and colchicine-induced tetrapdip-loid grape roots-tocks. J. Japon Soc. Hort. Sci 71(3): 335-341. Motosugi H, Yamamoto Y, Naruno T, Yamaguchi D.
(2007). Growth and fruit quality of 'Kyoho'grapevi-nes grafted on autotetraploid rootstocks. Journal of the Japanese Society for Horticultural Science 76(4): 271-278.
Noh JH, Park KS, Yun HK, Do GR, Hur YY, Kim SH, Lee1 HC, Ryou1 MS, Park SJ, Jung SM. (2010). Determination of chimera types and ploidy level of sports from ‘Campbell Early’ grape (Vitis labrusca-na). Korean Journal of Horticultural Science and Techno-logy 28(6): 996-1002.
Osborn TC, Pires JC, Birchler JA. (2003). Unders-tanding mechanisms of novel gene expression in polyploids. Trends Genet 19:141–147.
Prado MJ, Rodriguez E, Rey L, Gonzalez MV, San-tos C. (2010). Detection of somaclonal variants ın so-matic embryogenesisregenerated plants of Vitis vi-nifera by flow cytometry and microsatellite mar-kers. Plant Cell Tiss Organ Cult 103:49–59. Ramsey J, Ramsey TS. (2014). Ecological studies of
polyploidy in the 100 years following its discovery. Phil Trans R Soc B 369:1–20.
Rassoulli VA, Mahmoodzadeh H. (2005). Induced Mutation in Grape (Vitis vinifera var. Bidaneh) by
Using Colchicine. In International Workshop on Ad-vances in Grapevine And Wine Research 15-17. Rasuli VOL, Sotudeh R. (2007) Autotetraploid
in-duction in grape (Vitis vinifera var. Bidaneh) by using colchicine.
Sattler MC, Carvalho CR, Clarindo WR. (2016). The polyploidy and its key role in plant breeding. Plan-ta 243(2): 281-296.
Sinski I, Dal Bosco D, Pierozzi NI, Maia JDG, Ritschel PS, Quecini V. (2014). Improving in vitro induction of autopolyploidy in grapevine seedless cul-tivars. Euphytica 196(2): 299-311.
Soltis PS, Soltis DE. (2009). The role of hybridiza-tion in plant speciation. Annu Rev Plant Biol 60:561– 588.
Thao NTP, Ureshino K, Miyajima I, Ozaki Y, Oku-bo H. (2003). Induction of tetraploids in ornamental Alocasia through colchicine and oryzalin treat-ments. Plant Cell, Tissue and Organ Culture 72(1): 19-25.
Wolfe KH. (2001). Yesterday’s polyploids and the mystery of diploidization. Nat Rev Genet 2:333– 341.
Xie X, Agüero CB, Wang Y, Walker MA. (2015). In vitro induction of tetraploids in Vitis x Muscadinia hybrids, Plant Cell, Tissue and Organ Culture 122(3): 675-683.
Yamane H, Kurihara A. (1980). Studies on polyp-loidy breeding in grapes. II. Polyploid induction by colc-hicine application. Bulletin of The Fruit Tree Rese-arch Station. E (Kaju Shikenjo Hokoku E) (3): 1-13.
Yang X, Cao Z, An L, Wang Y, Fang X. (2006). In vitro tetraploid induction via colchicine treatment from diploid somatic embryos in grapevine (Vitis vinifera L.). Euphytica 152 (2): 217-224.
Yang X, Ye CY, Cheng ZM. (2011). Genomic as-pects of research involving polyploid plants. Plant Cell Tiss Org 104:387–397.
Zhang Q, Luo F, Liu L, Guo F. (2010) In vitro in-duction of tetraploids in crape myrtle (Lagerstroe-mia indica L.). Plant Cell, Tissue and Organ Cultu-re 101(1): 41-47.
